葡萄花色素苷生物合成調控研究進展

摘 要：花色素苷是一類重要的天然色素物質，是植物主要呈色物質之一，并在人類健康保護方面發揮越來越重要的作用。同時，其含量高低不僅與遺傳基因與調控序列相關，還與外界溫度、濕度、光質及栽培措施等因素息息相關。葡萄花色素苷是近年來花色素苷研究的熱點，該文重點闡述了影響葡萄花色素苷合成的內在遺傳因素及外部環境因素的研究現狀，以期為葡萄優質早熟栽培研究提供有益的信息。

關鍵詞：葡萄 花色素苷 生物合成 遺傳因素 環境條件

中圖分類號：Q-3 文獻標識碼：A 文章編號：1674-098X（2015）01（b）-0089-04

花色素苷（anthocyanin）屬黃酮類化合物，是決定植物花瓣、果實和種皮顏色的主要物質，是一類廣泛存在于植物中的水溶性天然色素，存在于植物表皮細胞的液泡中，呈現橙色、紅色至藍色[1]。花色素苷具有多種生物學功能，如表皮中的花色素苷可吸收紫外輻射，保護葉和莖的內源組織免受紫外線的損傷；不同顏色的花瓣可吸引媒介昆蟲傳粉；花色素苷還具有抵御低溫和干旱的作用，這樣可以防止一些病蟲害侵襲。花色素苷是天然的強自由基清除劑，有抗氧化，預防心腦血管疾病與抗癌等多種保健功能。因為它是一種天然食用色素，來源廣泛，并且具有安全、無毒等優點。據測定，花色素苷的抗氧化效果分別是維生素C和維生素E的20倍和50倍[2]。因此，花色素苷在保健食品、園藝、醫藥和等方面都有重要的應用價值。

葡萄是果蔬栽培中經濟效益最高的品種之一，在我國具有悠久的栽培歷史，據中國農學會葡萄分會統計，我國2011年葡萄栽培面積已達55.2萬hm2，總產量達843萬噸[3]。葡萄的品質包括外觀品質與風味品質，外觀品質主要是果實顏色、大小、形狀等；風味品質是指糖酸含量、香味物質、可溶性固體物等等。而葡萄色澤則是人們比較葡萄品質最直觀的指標之一。葡萄果皮顏色主要由所含花色素苷的成分和含量來決定[4，5]，在果皮最外3～4層細胞中所含的不同類型花色素苷使葡萄呈現綠色、紫色、紅色等色澤。

為了提高葡萄的食用品質，人們近年來從調整栽培技術、調控光照、改善品種結構、溫度、濕度等多方面對葡萄花色素苷的合成調控進行深入的研究，并且取得了一定的進展。本文從葡萄花色素苷合成的內在遺傳因素與外界影響因素兩方面闡述了葡萄花色素苷生物合成調控的最新研究進展，為我國南方鮮食葡萄的早熟優質設施栽培技術提供參考。

1 內在遺傳因素

植物花色素苷的生物合成主要是由植物次生代謝丙烷類途徑和類黃酮途徑所形成。植物花色素苷的合成被結構基因和調控基因制，并且具有特定的時空調節機制。結構基因直接編碼花色素苷代謝生物合成的一系列酶類，人們已經從葡萄中克隆了查爾酮合成酶 （chalcone synthase， CHS）、類黃烷酮-羥化酶（flavanone-3’-hydroxylase， F3’H）、查爾酮異構酶（chalcone isomerase， CHI）、二氫黃酮醇還原酶（dihydroflavonol reductase， DFR）和尿苷二磷酸-葡萄糖-類黃酮-葡糖基轉移酶（UDPglucose flavonoid-glucosyl transferase， UFGT）等結構基因[6，7]。大部分的花色素苷合成相關類黃酮結構基因與光協同調控或受光促進果實的色素形成，這些結構基因編碼形成的酶屬于光調節酶，都以光敏色素為光受體[8]。

1.1 花色素苷的早期生物合成基因

因為丙二酸CoA縮合成查爾酮和CHS基因催化4-香豆酸CoA，形成的查爾酮提供了類黃酮的基本碳骨架，所以CHS是類黃酮和花色苷合成的關鍵酶。Goto-Yamamot等[9]對葡萄3個CHS同源基因CHS1、CHS2、CHS3進行了轉錄水平的研究，它們可以在不同的條件下進行轉錄和表達，表達產物不僅用于葡萄合成花色素苷或原花色素苷，也可用于其他酚類化合物的合成如CHS1和CHS2主要在白色品種果皮、幼葉和紅色品種的果皮中積累，而CHS3主要在紅色品種著色期間的果皮表達。這3種基因編碼的查爾酮合成酶很有可能分別用于3個不同的合成途徑，以便產生不同的次生代謝物。

CHI是首先被認識的黃酮類物質合成相關酶，降低CHI的表達水平或者活性都會導致類黃酮生物合成途徑不能正常向下進行，花色苷等類黃酮物質因此不能正常合成。CHI 對花青素的產生不是必需的，但完全缺少時會使突變體產生其他特殊顏色，CHI的參與可以確保花色苷正常水平的合成與相關器官正常顏色的形成。該基因最早是從菜豆、大豆中克隆得到的，后來又從矮牽牛中得到CHI2A與CHI2B基因。目前，已從紫花苜蓿、葡萄、金魚草、豌豆、海棠花等多種植物中分離克隆到了CHI基因[10-11]。

類黃烷酮3’-羥化酶（F3’H）催化4’，5，7-三羥基黃烷酮的C3位上羥基化形成二氫黃酮醇，是調控花色素苷合成途徑中形成類黃酮物質的關鍵基因。類黃烷酮3’，5’-羥化酶（F3’5’H）催化類黃酮B環上3’、5’位的羥基化反應。F3’H的反應通常生成呈紅色的花青苷類，F3’5’H催化生成花翠素類呈藍色的花色素苷[2， 6]。

1.2 花色素苷的晚期生物合成基因

DFR基因最早從金魚草和玉米中分離克隆，這項研究證實了花色素苷的顯色作用受DFR基因的調控[6， 12]。現已從葡萄、擬南芥、草莓、水稻、蘋果等植物中分離克隆出來DFR，DFR在不同品種間表現出空間專一性調控，在花瓣中表達與CHS和CHI相協調[6，13]。Petit等[14]在2007年研究出了歐亞葡萄品種中的DFR晶體結構，并證實了底物結合部位和識別部位的存在。另外，人們還發現，白光、鈣和蔗糖可誘導葡萄漿果中DFR基因的表達，人們從克隆到編碼葡萄DFR（CAA72420.1）的基因啟動子中發現DFR啟動子的特定序列參與了編碼葡萄花色素苷等基因的表達。因此說紫外受體信號轉導通路可能參與DFR基因的誘導[15]。

研究指出，決定葡萄果皮花色素苷最關鍵的酶是UFGT（類黃酮糖基轉移酶）[6]，它是第一個使花色素苷轉化成穩定花色素苷苷的酶，并且能使果皮由無色轉為有色，從而最終決定合成花色素苷的品種。UFGT只在有色葡萄品種轉色期后的果皮中表達，在白色品種和果肉中不表達，轉色期為上調表達，表達方式是除UFGT以外的一類調節基因控制的結構基因轉錄，另外一類在轉色期之后控制UFGT的表達[10]。如在紅色葡萄品種中，UFGT只在轉色期后才表達，調節葡萄成熟過程中果皮的顏色[16]。

1.3 調控基因在花色素苷合成過程中的作用

植物花色素苷的合成不僅受結構基因的控制，還要受到調控基因的控制。目前R2R3-MYB 蛋白、bHLH蛋白和WD40 蛋白[6-7]這三類轉錄因子都參與到了花色素苷合成調控的當中。這些轉錄因子與結構基因啟動子中相應的順式作用元件相互結合，調節花色素苷苷生物合成途徑中一個或多個基因表達。在這個過程中一般是由MYB 轉錄因子、bHLH 轉錄因子和WD40蛋白構成一個蛋白復合體，直接調控結構基因的轉錄[6-7]。

MYB轉錄因子含有保守的DNA結合區域（Myb結構域），每個結構域約由52 個氨基酸構成[17]。葡萄花色素苷苷合成中苯丙烷類途徑的主要調控基因是R2R3-Myb家族，包括VvMYBA1-1、VvMYBA1-2、VvMYBA2、VvMYBA3、VvMYB3、VvMYB4、VvMYB5a、VvMYB5b、VvMYBPA1和VvMYBPA2等[6-7， 18-24]。在上述諸多轉錄因子中，VvmybA1被認為是決定啟動葡萄花色素苷基因合成的主要因子，從而影響葡萄果皮的顏色發育[26-27]bHLH類轉錄因子有兩個功能區域，一個是主要由疏水氨基酸組成的HLH區，負責與其他bHLH類轉錄因子形成二聚體，bHLH蛋白二聚化后才能結合DNA[28]。另一個是由約18個親水的堿性氨基酸組成的DNA 結合區。最近，Hichri等[29]從葡萄中克隆到bHLH類轉錄因子VvMYC1，研究結果表明該轉錄因子是控制葡萄漿果花青素和原花青素合成的轉錄復合物的一個組成部分。

WD40重復蛋白具有β螺旋結構。研究表明，異源表達WD40重復蛋白，可以跟其它蛋白配體作用并正常發揮他應有的功能，酵母雙雜交技術研究發現，這些配體主要是bHLH和MYB轉錄因子[2]。目前，已有鑒定出多種WD40重復蛋白基因，如TTG1、紫蘇的PFWD和玉米的PAC1、矮牽牛的AN11、擬南芥等 [30-31]。但未見有葡萄編碼WD40重復蛋白基因的報道。

2 外界環境因素

與其他植物一樣，葡萄果皮花色素苷的合成與積累是一個非常復雜的過程，除受到其本身的遺傳因素外，還與其栽培的各種環境因素和農藝措施相關，包括光、溫度、水分、激素、糖分、土壤條件及修剪方式等，其中最主要是光、溫度、水分、糖和激素[2， 6-8， 32-33]

2.1 光

在許多植物的果實中，光作為一種環境信號，通過對相關酶基因的直接或間接調控來影響花色素苷生物合成[34]。光按波長范圍可分為紅外線、可見光和紫外線，藍光會促進新合成的有機物中蛋白質的積累，紅光促進碳水化合物的增加[35]。近年來，國內外學者對光調控花色素苷合成的機理研究十分關注，包括光強、光質和光周期等[6-8， 32-33]。但大多數研究僅局限在農作物、花卉組織培養和蔬菜幼苗上，對葡萄等水果花色素苷合成影響的報道仍然很少。從目前的研究結果來看，光強和光質會對葡萄果皮花色素苷積累產生一定的影響[6， 8， 33]。如Jeong等[36]和Chorti等[37]等研究認為，光線照射對葡萄果皮花色素苷濃度有一定的影響。遮光處理可在一定程度上減少VvmybA1、MYB12、MYBA1和MYB5a轉錄因子mRNA的積累，從而影響花色素苷生物合成結構基因的表達，如FLS4、CHS、LDOX、OMT、UFGT和F3’H；這些研究還發現，延長光照射的時間也會使葡萄果皮花色素苷的積累降低，合適的光照時間有利于葡萄花色素苷的積累，而不同葡萄品種之間對光照的需求也不盡相同，需通過試驗再確定適宜的光強。Kataoka等[38]研究發現，白光和/或紫外線處理會增加葡萄果皮花色素苷的積累。雷鳴等[39]在紅地球葡萄上的研究結果則表明，藍光、紫光、黃光可促進葡萄花色素苷的積累，而紅光、橙光、綠光、全遮光則抑制花色素苷的積累；黃光和紫光可顯著促進葡萄芍藥素糖苷的合成，而綠光、橙光、全遮光則抑制芍藥素糖苷的合成。

2.2 溫度

在玉米[40]、擬南芥[41]、矮牽牛[42]和葡萄（Vitis vinifera）[43]等的研究中發現，溫度是影響植物組織中花色素苷積累的另一個主要環境因子。低溫會誘導花色素苷合成相關基因的表達，使花色素苷含量升高，如使PAL、CHS、CHI和DFR基因的轉錄水平升高幾倍；而高溫卻能抑制基因的表達，使花色素苷含量降低。溫度對葡萄花色素苷合成的調控發生在它合成途徑的多步反應中，如對ANS、F3H、CHS、DFR、和UFGT基因進行調控[44]。與此同時，隨著轉錄因子對溫度的響應，花色素苷的最終積累量也會發生不同程度的變化。如溫度過高會降低葡萄果皮花色素苷的積累，在30 ℃或35 ℃條件下種植的葡萄中的總花色素苷含量顯著降低，僅為25 ℃條件下花色素苷含量的一半，主要原因在于高溫一方面會抑制花色素苷合成相關基因的mRNA轉錄，另一方面還加快了已合成花色素苷的降解[45-46]。從不同年度田間生產的葡萄果皮花色素苷積累數據來看，花色素苷含量較低的一般出現在氣溫較熱的年份，而積累較多的則出現在氣溫偏涼的年份[47-48]

2.3 水分

水分狀況是影響葡萄花色素苷合成的重要環境因素。在葡萄成熟過程中，水分虧缺條件可極大地促進葡萄果皮花色素苷的生物合成，從而增強花色素苷的積累。研究發現，在葡萄成熟過程中遇到缺水的刺激，不僅能促進花色素苷合成相關基因，如CHS，F3’H和UFGT等的表達，還會增加花色素苷B環修改相關基因，包括F3'5'H和Omt的表達豐度，從而使羥基化和甲氧基化花色素苷得以在葡萄果皮中積累[49]。人們研究還發現，缺水也可能通過限制原花青素和黃酮醇合成與積累相關結構基因的表達導致花色素苷合成基因的早期表達[50]。最近研究表明，缺水條件會提高葡萄果皮中三羥基化花色素苷的比例，如錦葵色素和香豆素衍生物等[51-53]。

2.4 糖

已有研究證實，花色素苷在葡萄果實中的積累起始于轉色期，即糖積累初始期，兩者在合成初期出現很強的關聯性[54-56]。這與糖在葡萄等植物花色素苷合成過程中的功能是密切相關的。首先，糖是花色素苷的前體物質，也是花色素苷結構的一個組分；其次，糖還能通過特異的信號轉導途徑來調節花色素苷合成相關酶基因的表達，從而影響葡萄著色[6， 54-55]。如Vitrac等[57]在葡萄懸浮細胞培養過程中發現，糖通過己糖激酶信號途徑能促進CHS基因的表達從而增加葡萄果皮花色素苷的積累。Zheng等[58]則認為糖能增強F3’H的基因表達，從而促進葡萄果皮花色素苷的積累。浙江省農科院吳江研究團隊采用設施條件與離體培養相結合的方法研究歐亞種葡萄紅地球果實花色素積累與糖的關系時發現，鼠李糖能夠顯著促進芍藥色素糖苷含量增加，而蔗糖則起抑制作用。半定量RT-PCR分析顯示，葡萄糖類黃酮轉移酶RGufgt基因（GenBank：DQ513314）在葡萄幼葉中表達，在綠果時不表達，直到果實轉熟著色后再開始表達，這個過程一直持續至果實成熟，這與花色素苷積累的過程完全一致[59]。當然，糖的調控作用不僅是簡單的代謝或者滲透壓調節，ABA、JA、乙烯等植物生長促進激素信號與糖信號可能存在潛在的聯系[6， 60]。

2.5 激素

植物激素對果實花色素苷方面的研究報道較多，它往往通過影響植物體內的代謝過程和基因表達來影響花色素苷的合成和積累。早在上世紀80年代，就有報道稱ABA能提高葡萄皮中花色素苷的含量，進而改變葡萄的著色[61]。進一步的研究顯示，ABA能影響花色素合成結構基因CHS、CHI、DFR、UFGT等及調節因子VvMYBPA1的表達[62]，并且在栽培過程中直接噴灑ABA可促進葡萄著色而對質量和產量無任何負作用[63]。乙烯也可加快葡萄果皮的著色進程。El-Kereamy等[64]研究發現，乙烯利處理葡萄果實后可刺激CHS、F3’H、ANS、UFGT等花青素合成結構基因的長時間表達，從而加快葡萄果皮的著色速度。在葡萄懸浮細胞中發現，茉莉酸可促進花色素苷合成相關結構基因CHS和UFGT等的表達[65]；水楊酸能誘導葡萄果實中PAL酶，從而間接刺激花色素苷的合成[66]。此外，有關實驗還證實，2，4-D和NAA可抑制花色素苷合成相關基因CHS、F3’H、ANS、UFGT及調節因子VvMYBPA1的表達[36， 62]。

由此看出，不同環境因子可影響葡萄花青素生物合成中相關編碼基因的表達，從而影響葡萄果皮花色素苷的合成與積累。

3 展望

綜上所述，人們已對葡萄果皮花色素苷合成的調控機理做了較為深入的科學研究，并且克隆、鑒定出許多相關的結構和調節基因。但仍有很多問題等待我們做進一步的研究與探討，如轉錄因子如何實現相互協調和作用；轉錄復合物如何實現對不同結構基因的調控；各種環境因子對花色素苷代謝的綜合影響機制還未完全揭示；其他類黃酮物質如單寧酸、異黃酮、原花青素等的合成是否影響葡萄花色素苷合成等；另外，葡萄花色素苷合成后如何修飾、轉運也有待于進一步研究。隨著葡萄基因組學、轉錄組學、代謝組學和表型組學的不斷發展[67-69]，進一步闡明葡萄花色素苷合成與調控網絡，對于豐富葡萄分子生物學、分子遺傳學研究及開展葡萄花色素苷的分子育種與葡萄優質早熟栽培具有重要理論和實際意義。

參考文獻

[1]Martin C， Gerats T. Control of pigment biosynthesis genes during petal development. Plant Cell， 1993，（5）：1253-64.

[2]郭鳳丹，王效忠，劉學英，等.植物花青素生物代謝調控[J].生命科學，2011，（23）：938-44.

[3]王海波，王孝娣，王寶亮，等.中國設施葡萄產業現狀及發展對策[J].中外葡萄與葡萄酒，2009（9）：61-5.

[4]賀普超.葡萄學[M].北京：中國農業出版社，1999：8.

[5]Zohary D，Spiegel-Roy P. Beginnings of fruit growing in the old world. Science， 1975（187）：319.

[6]He F， Mu L， Yan GL， et al. Biosynthesis of anthocyanins and their regulation in colored grapes. Molecules， 2010，（15）：9057.

[7]Dai Z W， Ollat N， Gomès E， et al. Ecophysiological， genetic， and molecular causes of variation in grape berry weight and composition： A Review. Am J Enol Vitic， 2011（62）：413.

[8]唐杏姣，戴思蘭.光調控花色素苷合成及呈色的機理[J].分子植物育種（網絡版）， 2011，（9）：1284.

[9]Goto-Yamamoto N， Wan G H， Masaki K， Kobayashi S. Structure and transcription of three chalcone synthase genes of grapevine （Vitis vinifera）[J].Plant Sci，2002（162）：867.

[10]Boss P K， Davies C， Robinson S P. Anthocyanin composition and anthocyanin pathway gene expression in grapevine sports differing in berry skin colour[J].Aust J Grape Wine Res， 1996（2）：163-170.

[11]Tian L， Kong W F， Pan Q H， et al. Expression of the chalcone synthase gene from grape and preparation of an anti-CHS antibody. Protein Express Purif，[J].2006（50）：223.

[12]Bogs J， Ebadi A， McDavid D， et al. Identification of the flavonoid hydroxylases from grapevine and their regulation during fruit development. Plant[J].Physiol， 2006（140）：279-91.

[13]Mazza G. Anthocyanins in grapes and grape products.[J].Crit Rev Food Sci Nutr，1995（35）： 341-71.

[14]Petit P， Granier T， d’Estaintot BL， et al. Crystal structure of grape dihydroflavonol 4-reductase， a key enzyme inflavonoid biosyn thesis[J].J Mol Biol， 2007（368）：1345-57.

[15]Gollop R， Even S， Colova-Tsolova V， et al. Expression of the grape dihydroflavonol reductase gene and analysis of its promoter region[J].J Exp Bot， 2002（53）： 1397.

[16]Kobayashi S， Ishimaru M， Ding CK， et al. Comparison of UDPglucose： flavonoid 3-O-glucosyltransferase （UFGT） gene sequences between white grapes （Vitis vinifera） and their sports with red skin[J].Plant Sci， 2001 （160）：543.

[17]Wang KL， Bolitho K， Grafton K， et al. An R2R3-MYB transcription factor associated with regulation of the anthocyanin biosynthetic pathway in Rosaceae[J].BMC Plant Biol， 2010（10）：50.

[18]Ali MB， Howard S， Chen S， et al. Berry skin development in Norton grape： Distinct patterns of transcriptional regulation and flavonoid biosynthesis[J].BMC Plant Biol，2011（11）：7.

[19]Bogs J， Jaffé FW， Takos AM， et al. The grapevine transcription factor VvMYBPA1 regulates proanthocyanidin synthesis during fruit development[J].Plant Physiol， 2007（143）：1347.

[20]Cutanda-Perez MC， Ageorges A， Gomez C， et al. Ectopic expression of VlmybA1 in grapevine activates a narrow set of genes involved in anthocyanin synthesis and transport[J].Plant Mol Biol， 2009（69）：633.

[21]Deluc L， Bogs J， Walker AR， et al. The transcripti on factor VvMYB5b contributes to the regulation of anthocyanin and proanthocyanidin biosynthesis in developing grape berries[J].Plant Physiol， 2008（147）：2041.

[22]Fournier-Level A， Lacombe T， Le Cunff L， et al. Evolution of the VvMybA gene family， the major determinant of berry colour in cultivated grapevine （Vitis vinifera L.）[J].Heredity， 2010（104）：351.

[23]Koshita Y， Kobayashi S， Ishimaru M， et al. An anthocyanin regulator from grapes， VlmybA1-2， Produces reddish-purple plants[J].J Jpn Soc Hort Sci， 2008，（77）：33.

[24]Terrier N， Torregrosa L， Ageorges A， et al. Ectopic expression of VvMybPA2 promotes proanthocyanidin biosynthesis in grapevine and suggests additional targets in the pathway[J].Plant Physiol， 2009（149）：1028.

[25]Kobayashi S， Ishimaru M， Hiraoka K， et al. Myb-related genes of the Kyoho grape （Vitis labruscana） regulate anthocyanin biosynthesis[J].Planta， 2002（215）： 924.

[26]慕茜，吳偉民，房經貴，等.不同葡萄品種的VvmybA1基因型及其特征DNA片段的序列分析[J].園藝學報，2011（38）：2075.

[27]This P， Lacombe T， Cadle-Davidson M， et al. Wine grape （Vitis vinifera L.） color associates with allelic variation in the domestication gene VvmybA1[J].Theor Appl Genet， 2007（114）：723.

[28]Ludwig SR， Habera LF， Dellapona SL， et al. lc， a member of the maize R gene family responsible for tissue-specific anthocyanin production， encodes a protein similar to transcriptional activators and contains the myc-homology region[J].Proc Natl Acad Sci USA， 1989（86）：7092.

[29]Hichri I， Heppel SC， Pillet J， et al. The basic helix-loop-helix transcription factor MYC1 is involved in the regulation of the flavonoid biosynthesis pathway in grapevine[J].Mol Plant， 2010（3）：509.

[30]Carey CC， Strahle JT， Selinger DA， et al. Mutations in the pale aleurone color1 regulatory gene of the Zea mays anthocyanin pathway have distinct phenotypes relative to the functionally similar TRANSPARENY TESTA GLABRAL gene in Arabidopsis thaliana[J].Plant Cell， 2004（16）： 450.

[31]Pang YZ， Wenger JP， Saathoff K， et al. A WD40 repeat protein from medicago truncatula is necessary for tissuespecific anthocyanin and proanthocyanidin biosynthesis but not for trichome development[J].Plant Physiol， 2009（151）：1114.

[32]胡可，韓科廳， 戴思蘭.環境因子調控植物花色素苷合成及呈色的機理[J].植物學報，2010（45）：307.

[33]Schultz HR， Stoll M. Some critical issues in environmental physiology of grapevines： future challenges and current limitations[J].Aust J Grape Wine Res， 2010（16）：4.

[34]孫建設，馬寶琨，章文才.富士蘋果果皮色澤形成的需光性研究[J].園藝學報， 2000（27）：213.

[35]Natalia PV， Inna SD， Krendeleva TE. Effect of light quality on the organization of photosynthetic electron transport chain of pea seedlings[J].Plant Physiol， 1977（59）：151.

[36]Jeong ST， Goto-Yamamoto N， Kobayashi S， et al. Effects of plant hormones and shading on the accumulation of anthocyanins and the expression of anthocyanin biosynthetic genes in grape berry skins[J].Plant Sci， 2004（167）：247.

[37]Chorti E， Guidoni S， Ferrandino A， et al. Effect of different cluster sunlight exposure levels on ripening and anthocyanin accumulation in Nebbiolo grapes[J].Amer J Enol Viticult， 2010（61）：23.

[38]Kataoka I， Sugiyama A， Beppu K. Role of ultraviolet radiation in accumulation of anthocyanin in berries of ‘Gros Colman’ grapes （Vitis vinifera L.）[J].J Jpn Soc Hort Sci， 2003（72）：1-6.

[39]雷鳴.植物生長調節劑、糖、光質對紅地球葡萄果實品質的影響[D].安徽農業大學碩士學位論文.合肥：2008：25-33.

[40]Christie P， Alfenito M， Walbot V. Impact of low-temperature stress on general phenylpropaniod and anthocyanin pathways： enhancement of transcript abundance and anthocyanin pigmentation in maize seedlings[J].Planta， 2004（194）： 541.

[41]Leyva A， Jarillo JA， Salinas J， et al. Low temperature induces the accumulation of phenylalanine ammonia-lyase and chalcone synthase mRNAs of Arabidopsis thaliana in a light-dependent manner[J].Plant Physiol， 1995（108）：39-46.

[42]Shvarts M， Borochov A， Weiss D. Low temperature enhances petunia flower pigmentation and induces chalcone synthase gene expression[J].Physiol Plant，1997（99）：67-72.

[43]Mori K， Sugaya S， Gemma H. Decreased anthocyanin biosynthesis in grape berries grown under elevated night temperature condition[J].Sci Hort， 2005（105）：319.

[44]Yamane T， Seok TJ， Goto-Yamamoto N， et al. Effects of temperature on anthocyanin biosynthesis in grape berry skins[J].Amer J Enol Viticult， 2006（57）：54.

[45]Mori K， Goto-Yamamoto N， Kitayama M， et al. Loss of anthocyanins in red-wine grape under high temperature[J].J Exp Bot， 2007（58）：1935.