苦草對水-底泥-沉水植物系統中氮素遷移轉化的影響

孔祥龍，葉 春，李春華，張來甲，3，李永峰

（1.東北林業大學林學院，黑龍江 哈爾濱 150040；2.中國環境科學研究院，環境基準與風險評估國家重點實驗室，湖泊工程技術中心，北京 100012；3.常州大學環境與安全工程學院，江蘇 常州 213100）

苦草對水-底泥-沉水植物系統中氮素遷移轉化的影響

孔祥龍1，2，葉 春2，李春華2，張來甲2，3，李永峰1*

（1.東北林業大學林學院，黑龍江 哈爾濱 150040；2.中國環境科學研究院，環境基準與風險評估國家重點實驗室，湖泊工程技術中心，北京 100012；3.常州大學環境與安全工程學院，江蘇 常州 213100）

通過模擬水-底泥-沉水植物（苦草）系統，檢測了苦草整個生命周期內總氮及各形態氮含量的變化，以反映N在該系統內的遷移轉換.結果表明，在整個研究階段，空白組和苦草組系統氮含量（水體+底泥+苦草中氮含量）均持續降低，但苦草組（實驗始末）氮含量降低幅度明顯高于空白組，其中苦草組系統中TN、-N、-N含量分別減少了41.68%、81.96%、93.34%，分別比空白組提高了11.39%、31.90%、0.28%；苦草組底泥中TN、-N、-N含量分別減少了43.45%、87.41%、96.50%，分別比空白組提高了13.78%、37.26%、1.68%.苦草的存在促進了底泥氮的釋放，顯著提升了底泥微生物活性及氮循環菌的數量，從而加快了系統內的氮素循環，并在其生命周期的不同階段明顯改變各形態氮的遷移及轉化方式.2012年7～10月，苦草組系統總氮（TN）減少幅度最大，到10月份，水體中氮素含量達到最少.

苦草；生命周期；氮素；遷移轉化；水生植物

湖泊富營養化是世界范圍內普遍存在的環境問題［1］，其中氮循環的不平衡是導致湖泊富營養化的一個重要因素［2-3］.近年來，恢復與重建沉水植物作為控制湖泊富營養化的重要途徑，已經得到了廣泛應用［4-5］.但是由于沉水植物生長的周期性，其衰亡凋落的植物殘體會腐爛分解，并釋放出氮、磷等營養鹽而對湖泊造成二次污染［6-8］.因此，需要在沉水植物修復的過程中對其生物量進行調控.研究沉水植物生長周期的不同階段對水-底泥-沉水植物系統氮素的遷移轉化規律，確定最佳的沉水植物生物量及調控時機能為湖泊中沉水植物的生態管理提供基礎資料.

苦草是我國最為常見的沉水植物之一，廣泛分布于湖泊、河流等水域.在自然條件下，苦草的整個生命周期大致可分為萌芽期、快速生長期、穩定期、枯萎衰亡期及腐敗分解期，每年3～4月份，苦草種子或者球莖開始萌發；6～7月份是苦草分蘗生長的快速期；9～10月份苦草穩定生長，生物量達到最大值；10月份以后，苦草逐步枯萎衰亡，至來年3～4月份，苦草迅速腐解，并向水體及底泥釋放大量營養鹽［7-8］.目前國內外對于苦草凈化富營養水體，修復污染環境方面的研究大多集中在苦草生命周期的某一個階段（如生長期、腐解期等）或對系統的某一部分（如水體、沉積物或者泥水界面等），而系統研究苦草的整個生命周期對水環境的影響卻很少［9-12］.本研究從苦草種子培育開始，歷經了春、夏、秋、冬再到次年春季這一完整的苦草生命周期，以水體-沉積物-沉水植物組成的系統為研究主體，全面探究沉水植物生命周期內該系統氮素的遷移轉化規律，以期為湖泊中沉水植物的生態管理提供參考.

1 材料與方法

1.1 實驗材料

本實驗苦草種子取自宜興市新莊街道農業生態園，在步入式模擬實驗室內培育成苦草幼苗（株高約為5cm）作為實驗用苦草（因為在自然條件下苦草種子的萌發率不易控制，直接在裝置內播種，不能保證苦草的成活率，所以選擇先在溫室中利用苦草種子培育幼苗，再將幼苗移栽至實驗裝置中，移栽時選擇基本大小一致的苦草幼苗，最大程度上保證實驗組初始氮含量一致）；底泥采自太湖竺山灣湖區，使用彼得遜采泥器采集，鮮泥經過冷凍干燥、去除粗粒及動植物殘體、研磨過篩（100目篩）后，充分混勻作為實驗用底泥；實驗用水采用超純水.

1.2 實驗設計

實驗裝置選用圓柱形聚乙烯塑料桶（直徑：15.00cm，高：50.00cm，預先經過5%的HCl 處理后用超純水沖洗干凈），30個.將充分混勻后的等量底泥（1647.20g）裝入塑料桶內，泥厚約8cm，加入1L超純水浸泡3d，以使底泥充分濕潤，與水均勻混合；而后將培育好的苦草幼苗（株高5cm左右）以簇為單位移植至塑料桶內（每簇8株，共5簇），移植過程中先將苦草幼苗用超純水洗凈，避免外部營養鹽的帶入，移植完成后，向塑料桶內添加超純水至剛沒過苦草幼苗，穩定3d后加水至45cm處.共移植15桶苦草，剩余15桶作為空白對照，其加水流程與苦草組相同.苦草幼苗移植及裝置加水工作于2012年4月2日完成.實驗周期內每隔2周向實驗裝置添加超純水，以保證裝置內水平面穩定在45cm左右.實驗在太湖研究基地內進行，實驗裝置置于一大玻璃棚罩下，該棚四周通透，棚頂透光性良好，且能避免降雨對實驗造成的破壞.

1.3 取樣與分析

2012年4月5日進行第一次采樣，測定各項指標作為實驗初始值，之后每隔3個月采集一次樣品，至2013年4月，共采集5次樣品，采樣時間均為上午10時.每次采樣均隨機選取3桶苦草及3桶空白，將實驗裝置內的水、泥、苦草全部采出.采用虹吸法將上覆水吸出并精確計量其體積；苦草分離出底泥后用少量超純水洗凈植株上附著的底泥（洗凈水倒入實驗裝置內）；底泥采集后充分混勻，留取20g用于檢測微生物及含水率，其他全部冷凍干燥，研磨過篩（100目篩）用于營養鹽的測定.

數據用SPSS19.0軟件進行線性回歸分析，用Origin8.0作圖.

2 結果與討論

2.1 苦草生物量及株高變化

由圖1可見，苦草生物量及株高均是先上升后下降，于2012年10月份取得最大值.從2012年4月～7月苦草快速生長，其生物量及株高分別增長了10.47倍和14.90倍.2012年7月～10月間苦草株高增速明顯放緩，主要原因是由于實驗裝置內水體深度有限，限制了苦草株高的增長.2012年10月以后，苦草逐漸進入衰亡期，部分苦草被分解，其生物量相應減少，至2013年4月苦草生物量僅剩24.64g，其腐解率為67.20%.

圖1 苦草生物量及株高的變化Fig.1 Changes of biomass and Plant height of submerged macrophytes

2.2 水體溫度和光照的變化

溫度是影響植物季節性生長的重要環境因子［16-17］.實驗周期內水溫先上升后下降，分別在2012年7月及2013年1月取得最大值32.21℃和最小值7℃.另外，溫度對沉水植物殘體的腐解也有很大的影響［6-8，18］.光照能夠為植物光合作用提供必需的能源，是影響植物生長的重要環境因素之一［39］.水環境中的光因子對沉水植物的生存、生長及分布有十分顯著的影響［40］，而大部分沉水植物的光補償點均較低，約26～137lx［41］；也有實驗表明，在強光照和高營養鹽水平下，苦草生長受到抑制［38］.由圖2可以看出，在實驗周期內，光照強度隨季節有較明顯的變化，夏季光照強度（2012年7月）是冬季光照強度的（2013年1月）1.73倍.

圖2 水體溫度和光照強度的變化Fig.2 Changes of water temperature and light intensity

2.3 水體pH值及ρ（DO）的變化

由圖3可見，苦草組水體pH值及ρ（DO）在實驗周期內均先升高后下降，空白組水體pH值前期有所上升，2012年7月之后變化不大，空白組水體ρ（DO）一直較為穩定.實驗開始的3個月內，溫度開始升高，苦草幼苗迅速生長，其光合作用消耗了水體中的CO2，并釋放出大量O2，促使水體pH值及ρ（DO）明顯上升.2012年7～10月，苦草生長放緩，進入10月份后苦草逐漸開始衰亡，光合作用減弱，導致水體ρ（DO）略有下降.2012年10月至2013年1月間，苦草大量衰亡，其體內部分不穩定有機物進入水體［19］，被微生物快速分解，并釋放出CO2，造成水體pH值及ρ（DO）的顯著下降；隨著來年春天水溫的升高，苦草殘體大規模腐解，致使水體pH值及ρ（DO）繼續下降.

圖3 水體pH值及ρ（DO）的變化Fig.3 Changes of water environmental physical factors

2.4 水體中葉綠素a含量的變化

由圖4可見，實驗周期內空白組水體葉綠素a的含量在實驗初期有所增長，2012年10月份后基本維持穩定，苦草組水體葉綠素a的含量一直升高，2012年10月份后，苦草組水體葉綠素a的增量較大.

由于本實驗用水為超純水，所以實驗開始時水體葉綠素a的含量為0.由于底泥中本身有少量殘留的植物種子，在環境適宜情況下會萌發生長，進而導致空白組水體葉綠素a含量的增加，但增幅有限.苦草進入10月份后開始衰亡，苦草葉片斷裂，造成苦草部分組織進入水體，引起水體葉綠素a的含量的升高；隨著苦草殘體被大規模分解，更多的植物組織進入水體，促使水體葉綠素a的含量不斷增加.對前6個月（2012年4～10月）水體中葉綠素a的含量（Y）與實驗時間（X）做線性回歸分析，得出空白組：Y = 0.446X - 1.868，R2 = 0.989；苦草組：Y = 0.78X - 3.053，R2 = 0.998.可見，實驗前6個月內水體中葉綠素a的含量與實驗時間呈顯著線性正相關.

圖4 水體中葉綠素a含量的變化Fig.4 Change of Chl-a concentration in water

2.5 水-底泥-沉水植物系統中N的遷移轉化

2.5.1 系統及各介質中TN含量的變化 苦草組系統氮含量由水體、底泥及沉水植物中的氮含量組成，空白組系統氮含量由水體及底泥中的氮含量組成.由圖5a可以看出，苦草組及空白組系統TN含量在實驗周期內一直在降低，截止實驗結束，空白組TN較起始降低了30.29%，苦草組降低了41.68%，比空白組提高11.39%，說明苦草的存在促進了系統內氮的去除.2012年4～7月，空白組系統TN含量減少了12.80%，而苦草組系統降幅僅有8.66%，這主要是由于該階段苦草快速生長，水體及底泥中的無機氮被苦草大量吸收并同化，并以有機氮的形式儲存于植物體內，所以系統TN降幅小于空白組；2012年7月～10月的時間段，苦草組TN減少量最大，此階段，苦草穩定生長，葉片變濃綠、寬大，其生物量及株高達到最大，由于白天強烈的光合作用，使系統DO過飽和，系統內有機氮迅速礦化，夜晚由于強烈的呼吸作用使系統內DO迅速下降，系統反硝化反應劇烈，這種由于沉水植物造成的氧化還原環境的變化，提高了系統TN的去除效率.2012年4～10月，苦草生物量及株高持續增長（圖1），植物生長吸收水體及底泥中的氮素，使水體TN含量（圖5c））持續降低，到2012年10月份，水體中總氮含量達到了最低值，2013年1月，苦草將衰亡腐解，并向水體釋放大量營養鹽，導致水體氮含量升高，如果在2012年10月份將部分苦草移出系統，既可以達到凈化水體的目的，又能降低秋冬季節苦草的衰亡腐解對水體產生的二次污染.另外，雖然2012年10月份苦草的生物量及株高（圖1）均達到了最大值，但是其含氮量卻低于2012年7月份，計算2012年7月和10月苦草的單位質量含氮量分別為28.51、20.70mg/g，導致這一現象的原因是苦草從10月份開始逐步進入枯萎衰亡期，其體內部分有機物會游離出苦草個體，進入其他介質［19］，Cisternas［20］的研究表明，葉片凋落物N減少的原因主要有3個：最初是死葉片的N濾去，然后是固定N細菌或真菌的遷移作用；最后是由于反硝化細菌、負責分解的中間動物群、氨揮發和淋溶的作用；2012年10月～2013年1月，苦草組及空白組系統TN含量減少率分別為6.14%、0.16%，較前一時期，減少率明顯放緩.其主要原因是隨著溫度的降低，微生物活性及氮循環菌數量均隨之降低（圖7），氮循環速率減緩；2013年1月～4月，苦草開始大量腐解，導致水體含氮量明顯升高.對從2012年10月～2013年4月，植物TN（Y1）及水體TN（Y2）與苦草生物量（X）進行先行回歸分析，得出線性回歸方程分別為：Y1= 0.75X - 7.447，R2 = 0.999，Y2= -0.437X + 29.093，R2 = 0.911，說明植物腐解期，生物量與植物TN含量顯著正相關，與水體TN含量負相關.

2.5.2 系統及各介質中形態氮含量的變化 各形態氮可在植物及微生物的作用下相互轉化，而這種轉化是N在各介質之間遷移的主要驅動力［21-22］.另外，氨揮發、N沉降、底泥粘粒的吸附和解析等方式也促進了N在各介質間的遷移.由圖6a可以看出，空白組系統內含量在實驗周期內一直減少，苦草組系統在實驗周期內一直降低，而含量在2013年1月之前一直減少，2013年1月～4月有小幅增加.總體來看，苦草組系統減少量明顯高于空白組無顯著差別.

2012年4月～7月，溫度逐漸升高，苦草快速生長，底泥中不斷有氮素釋放出來，一部分在氮循環菌作用下以氣體形式遷出系統，另一部分進入水體或被植物同化進入植物體內.水體及底泥中的-N和-N均減少.2012年7月～10月，溫度較高，微生物活性劑及數量均達到最大，底泥中氮素的礦化速率也最大，同時反硝化菌n（MPN）也達到最大（圖7d），氮素遷出系統的速率最高，底泥中-N和底泥及水體中-N均有所減少，水體中略有增加是由底泥中氮素礦化生成的-N釋放到水體中所致，而此時的硝化菌n（MPN）比氨化菌n（MPN）及反硝化菌n（MPN）低2～3個數量級（圖7）也能解釋這一現象.2012年10月～2013年1月，溫度逐漸降低，微生物活性也逐漸減弱，底泥和水體中的-N均沒有明顯變化，說明此階段-N的產生與消耗處于平衡階段，而與空白組相比，苦草組底泥的礦化速率扔明顯高于空白組.2013年1～4月苦草大量腐解，向水體釋放大量的營養鹽，導致水體中-N及-N迅速升高，部分遷移至底泥中，進而底泥中-N含量有所提高，而-N的減少數量與空白組相比也有所降低.

圖6 系統及各介質中形態氮含量的變化Fig.6 Changes of-N and-N content in the system， sediment， water and plant

2.5.3 底泥中微生物活性及氮循環菌數量的變化 電子受體活性（ETS）主要是通過測定微生物細胞內脫氫酶（DHA）的活性來間接的反應微生物群落的活性［23-24］.實驗初期，由于底泥經過冷凍干燥，其微生物大部分處于休眠狀態，活性較低；隨著溫度升高，苦草組及空白組微生物在2012年7～10月均處于較高活性，且苦草組微生物活性明顯高于空白組；進入秋冬季節以后，苦草組及空白組活性明顯減弱，主要是1月份水溫較低，微生物活性受到抑制［25］，至來年春季，底泥微生物活性又有所回升.苦草組及空白組氨化菌n（MPN）在2012年4～7月有明顯的增長，苦草組增長了近5個數量級；隨后氨化菌n（MPN）較為穩定；2013年1月有所下降，而后在4月份又逐步回升.硝化菌n（MPN）及反硝化菌n（MPN）的變化趨勢與氨化菌n（MPN）基本類似，但是反硝化菌n（MPN）是在2012年10月份取得最大值，而且，硝化菌n（MPN）在實驗周期內偏少，較氨化菌n（MPN）及反硝化菌n（MPN）小了2～3個數量級.

氮的遷移轉化離不開氮循環菌群的作用［26］，相關研究表明，氮循環微生物對外界環境的要求不一［25］，由于敞水區水質及底泥的勻質性，氮循環微生物很難同時形成優勢種群并發揮作用［27］；水生高等植物的存在能夠在其根部形成“根際氧化帶”，又由于植物的覆蓋及其呼吸代謝作用，氧化帶之外往往處于缺氧狀態，從而在水生高等植物根區形成了這樣一個富氧-缺氧的氧化還原微環境，因而，反硝化菌、硝化菌、氨化細菌等微生物能夠同時出現并發揮其作用［27-29］.空白組和苦草組氮循環菌的變化規律明顯，兩系統均在2012年7月～10月份氮循環菌達到較大值，到2013年一月份達到最低，然后到2013年4月份有所回升，但苦草組氮循環菌的數量明顯高于空白組，說明苦草的存在促進了氮循環菌群的繁殖，進而促進了氮的遷移轉化的力度與速率.在苦草生長周期的不同階段，氮循環菌群處于不同的動態平衡狀態，該狀態隨溫度、DO、pH值及植物生長狀況等外界條件不斷發生改變，從而導致各形態氮在水、底泥及植物之間的相互遷移轉化.

圖7 底泥中微生物活性及氮循環菌數量的變化Fig.7 Changes of activity and amount of nitrogen cycle bacteria in sediment

2.5.4 底泥及水體中各形態氮比例的變化 由圖8a，圖8b可以看出，空白組和苦草組底泥中不同形態氮含量的順序為有機氮＞NH4+-N＞ NO3--N，即使沉水植物的存在也未能改變這種格局.空白組和苦草組底泥中NO3--N含量總體上來說一直相對較低，所占比例變化不大，主要變化體現在2012年7月份，此時溫度較高，菌活性較強，底泥中NO3--N釋放較快；空白組底泥NH4+-N比例在實驗周期內變化不大，說明空白組底泥中的NH4+-N的生成與消耗處于動態平衡狀態，苦草組底泥NH4+-N比例在實驗前期（2012年4月～2013年1月）一直降低，是因為底泥通過礦化進入上層水中的-N含量較高［30-31］，2013年1～4月，苦草組底泥中-N比例有所回升，是因為初春植物腐解向水體中釋放大量的氮素，由于底泥中無機顆粒對-N具有較強的吸附作用［32］，使得底泥中-N含量升高.這也證明了苦草的存在打破了空白組狀態下的動態平衡，明顯改變了-N的遷移及轉化.

水生植物主要通過影響pH值和DO等水質參數［33］，吸收營養鹽［34-35］，為浮游動物提供棲息地［34］，分泌抑制藻類生長的物質［34］和改變底泥理化性質［36］等而影響水環境，改變水體水質.空白組水體（圖8c）中由于沒有植物，無機氮不能被吸收，有機氮則不斷被分解，只是有機氮比例逐步降低，同時，空白組水體ρ（DO）一直處于較高水平，為硝化作用提供了條件，所以空白組水體中-N比例穩步增加.苦草組水體（圖8d）各賦存形態的氮所占比例均變化較大，這也表明，沉水植物的存在影響了各賦存形態氮的分配比例，且這種影響在其不同的生長階段不同.

圖8 底泥及水體中各賦存形式氮的比例變化Fig.8 Changes of the proportion of various forms of nitrogen in the sediment and water

實驗周期內，空白組底泥中各形態氮所占比例基本變化不大，說明底泥中各形態氮等比減少，整個階段處于平衡狀態.釋放到水體中各賦存形式的氮，受環境溫度、pH值、DO、光照及微生物等因素的影響，不斷發生變化，趨向于平衡.苦草組由于苦草的加入，打破了原有平衡.在2012年4月～7月，底泥和水體中-N所占比例均不斷降低，關于利用水生物作為有機碳源，降低水體硝酸鹽含量的報道［37］證實了反硝化作用強度與有機碳源的供給密切相關.底泥中-N比例不斷下降，而水體中卻不斷上升，說明該階段底泥中氮素不斷礦化，并以-N形式不斷釋放到水體中.在2012年10月～2013年4月，苦草經歷了衰亡期和腐解期，有研究［18］認為沉水植物在秋、冬寒冷季節雖然進入衰亡期，但低溫環境下植物體腐解比較緩慢，營養物質釋放量也較為有限，大量的營養物質保留在植物殘體中，短時間內不會對水質產生顯著影響，待翌年初春天天氣回暖，才向水體大規模釋放營養物質.2012年10月～2013年1月份，水體和底泥中-N比例基本無變化-N比例下降，有機氮比例升高，這是因為此階段溫度較低，氨化菌n（MPN）減少，其活性變弱，有機氮的礦化作用減少.2013年1～4月，由于溫度回升，苦草開始大量腐解，導致水體中-N和-N含量增加，圖8d中-N比例并沒有增加是因為底泥對水體中-N的強吸收作用［32］，使水體中-N比例沒有增加而底泥中-N比例升高.

2.6 底泥中C/N的變化

為更深入的分析實驗周期內N的變化，計算底泥中TOC和TN的比值作圖9.試驗周期內，空白組底泥C/N比略有波動，但基本穩定在8～10之間，苦草組底泥C/N一直減小，在2013年1～4月的時間段內降幅最大，達到39.27%.相關研究表明［42-44］，底泥中C/N比的大小對土壤中有機氮的礦化和礦質氮微生物的固持2個過程有較為明顯的影響.當C/N＞ 30時，礦質氮的生物固持作用大于有機氮的礦化作用，表現為礦質氮的凈生物固持；當C/N ＜20時，有機氮的礦化作用大于礦質氮的生物固持作用，表現為有機氮的凈礦化；當C/N比處于20～30之間時，兩個過程強度均等，既不表現礦質氮的凈生物固持也不表現有機氮的凈礦化.同時，當C/N＜14時，植物才能從外界環境大量吸收氮.實驗周期內，空白組和苦草組底泥中的C/N比一直小于20，最大值僅為10.22.這時的C/N比使底泥中的氮主要表現為有機氮的礦化.這一點從圖7b底泥中氨化菌n（MPN）的變化上得到了驗證，氨化菌n（MPN）在實驗周期內均處于高水平.而由于底泥中的溶解氧較低，反硝化作用明顯（圖7d），導致空白組及苦草組底泥TOC及TN含量持續減少.其中，苦草組微生物活性較高，促使其系統TOC及TN的減少量較大；另外，底泥中的C/N比，十分有利于苦草從底泥中吸收營養鹽，這也加劇了底泥中TOC及TN含量的減少.

圖9 底泥中TOC/TN比的變化Fig.9 Changes of TOC/TN in sediment

3 結論

3.1 苦草的存在明顯加強了“水-底泥-沉水植物”系統氮素的遷移轉化，至實驗結束，系統TN、含量共減少了41.68%、81.96%、 93.34%，分別比空白組提高了11.39%、31.90、 0.28%；苦草組底泥含量分別減少了43.45%、87.41%、96.5%，分別比空白組提高了13.78%、37.26%、1.68%.

3.2 苦草的存在明顯改變了底泥電子受體活性及氮循環菌的數量，2012年7月～10月，電子受體活性及各氮循環菌數量均比空白組升高，促進了氮的遷移轉化的力度與速率，明顯改變形態氮的遷移及轉化方向.

3.3 苦草整個生命周期內，系統TN含量持續降低，并沒有因為苦草存在而打破這一格局，但在不同階段苦草的存在能改變形態氮的遷移方向和遷移速率.2012年4月～7月，苦草快速生長，系統內部分氮素被苦草同化而進入苦草體內，與空白組相比，移出系統的氮減少；2012年7月～10月，溫度較高，微生物活性及數量均達到最大值，苦草組系統氮減少量最大，2012年10月，水體中總氮含量最低；2012年10月～2013年4月，苦草經歷衰亡和腐解期，苦草中的氮素進入水體，部分遷移至底泥中.

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Effect on nitrogen transfer and migration by Vallisneria natans （Lour.） Hara in water-sediment-submerged macrophytes system.

KONG Xiang-long1，2， YE Chun2， LI Chun-hua2， ZHANG Lai-jia2，3， LI Yong-feng1*
（1.School of Forestry， Northeast Forestry University， Harbin 150040， China；2.State Key Laboratory of Environmental Criteria and Risk Assessment， Centre of Lake Engineering and Technology， Chinese Research Academy of Environmental Sciences，Beijing 100012， China；3.School of Environment and Safety Engineering， Changzhou University， Changzhou 213100，China）.

China Environmental Science， 2015，35（2）：539～549

The changes of nitrogen in water， sediment and submerged macrophytes （Vallisneria natans （Lour.） Hara） as well as its migration and transformation in the life cycle of V. natans were studied. The results indicated that the total nitrogen content was reducing continuously in V. natans and control treatments during the research stage， and the removing rate of total nitrogen in V. natans treatments was obviously higher than that in control treatments. The content of TN、-N、-N in the water-sediment-submerged macrophytes system decreased by 41.68%， 81.96% ， 93.34%， and the removal rates increased by 11.39%， 31.90， 0.28% than that in control treatment， respectively. In this system， the content of TN-N，-N in sediment decreased by 43.45%， 87.41%， 96.50%， and the removal rates are increased 13.78%， 37.26%， 1.68% than that in control treatment， respectively. V. natans contributed to nitrogen nutrients release in the sediment. The sediment microorganisms activity and the amount of nitrogen cycling bacteria were improved significantly. Therefore， the nitrogen cycle speed would be accelerated. The direction of transfer and transformation of nitrogen would be changed in the different stage of life cycle of V. natans. Compared with other stages， the nitrogen content in experiment group with V. natans decreased most during July to October of 2012. To October， the nitrogen content in water reached a minimum value.

Vallisneria natans；lifecycle；nitrogen；transfer and transformation；aquatic plant

X171

A

1000-6923（2015）02-0539-11

孔祥龍（1987-），男，山東日照人，東北林業大學林學院碩士研究生，主要從事湖泊富營養化治理和生態恢復理論與技術研究.

2014-6-10

國家自然科學基金資助項目（40971277）；國家水體污染控制與治理科技重大專項（2012ZX07101-009）

* 責任作者， 教授， dr_lyf@163.com