脂肪酸參與糖尿病狀態下肝細胞上CYP1A2功能與表達的上調

胡 楠，蔣 艷，韓 睿，錢 卿，鄒素蘭

(常州市第一人民醫院藥劑科臨床藥學室，江蘇 常州 213003)

脂肪酸參與糖尿病狀態下肝細胞上CYP1A2功能與表達的上調

胡 楠，蔣 艷，韓 睿，錢 卿，鄒素蘭

(常州市第一人民醫院藥劑科臨床藥學室，江蘇 常州 213003)

目的 糖尿病上調肝臟CYP1A2的功能與表達，但機制尚未明確。本研究擬從脂肪酸角度，通過體外研究初步探索糖尿病上調肝臟CYP1A2功能與表達的作用機制。方法 通過測定CYP1A2底物非那西丁代謝水平考察肝細胞HepG2和Fa2N-4細胞上CYP1A2的酶活性，通過熒光實時定量PCR方法檢測細胞上CYP1A2 mRNA表達水平。分別用糖尿病大鼠(Ⅰ型和Ⅱ型)和正常大鼠血清培養HepG2細胞48 h，考察細胞上CYP1A2的功能。在培養基中加入不同濃度的飽和脂肪酸(軟脂酸和硬脂酸)和不飽和脂肪酸(油酸和亞油酸)培養HepG2和Fa2N-4細胞48 h，測定細胞上CYP1A2的功能與表達。結果 Ⅰ型和Ⅱ型糖尿病大鼠血清培養的HepG2細胞上CYP1A2酶活性明顯增高。高濃度的脂肪酸均可增加2種細胞上CYP1A2功能與表達。結論 糖尿病狀態下脂肪酸濃度的異常變化可能是影響肝臟CYP1A2功能與表達上調的原因之一，本研究為進一步探索糖尿病狀態下肝臟CYP1A2改變機制提供了一定的基礎。

糖尿病；脂肪酸；HepG2細胞；Fa2N-4細胞；CYP1A2功能；CYP1A2 mRNA表達

糖尿病狀態下，某些CYP450酶亞型的功能與表達水平發生變化，導致其底物藥物的藥代動力學發生相應的改變，從而影響藥物療效或導致不良反應的發生[1-2]。CYP1A2是CYP450家族的重要成員之一，主要在肝臟表達，參與多種內源性底物和藥物的代謝，以及多種前致癌物的激活與滅活，具有重要的藥理學和毒理學意義。有文獻報道，化學誘導的糖尿病大鼠肝臟中CYP1A2的蛋白表達和mRNA水平與對照組相比均明顯增加[3-5]，從而影響了CYP1A2的底物如茶堿、氨基比林等藥物的藥代動力學，使得AUC下降，清除加快，同時其代謝物水平也發生改變。糖尿病對肝臟CYP1A2的影響同樣在糖尿病患者中發現，與非糖尿病患者相比，糖尿病患者服用安替比林和茶堿等藥物后，清除率均有所增加[6-7]。

糖尿病上調肝臟CYP1A2的功能與表達，然而其作用機制尚未明確。糖尿病狀態下，體內激素分泌及代謝功能紊亂，很多指標如胰島素、葡萄糖、脂肪酸等水平都發生明顯改變。有研究顯示，脂肪酸對代謝酶的功能或表達產生影響。長期給予大鼠食用不飽和脂肪酸可增加大鼠肝臟CYP1A2 mRNA表達水平和酶活性[8]。然而，體外微粒體實驗顯示，不飽和脂肪酸抑制CYP1A2的酶活性，而飽和脂肪酸對其無影響[9]。在體研究受到多種因素的干擾，較難明確某種單獨因素的影響，而體外細胞實驗可以相對減少其他因素的影響。我們前期研究發現，脂肪酸可誘導體外培養的肝細胞上CYP3A酶活性與表達[10]，然而，在體外肝細胞上研究脂肪酸對CYP1A2功能與表達的影響，目前國內外相關報道較少。因此，本研究通過體外考察脂肪酸對肝細胞上CYP1A2功能與表達的影響，初步探索糖尿病狀態下肝臟CYP1A2的變化機制。

1 材料與方法

1.1 儀器 超凈工作臺(美國Thermo公司)；滅菌鍋(上海醫用原子核儀器廠)；Milli-Q Gradient A10超純水機(美國Millipore公司)；萬分之一和十萬分之一電子天平(日本Shimadzu)；臺式冷凍高速離心機(德國Eppendorf公司)；GENIE VORTEX-2渦旋混勻裝置(美國Scientific Industries公司)；Synergy2熒光酶標儀、PowerWave X紫外/可見光酶標儀(美國Bio-tek公司)；超聲破碎儀(日本三洋公司)；島津高效液相色譜儀：SCL-10A系統控制器，SIL-10AD vp自動進樣器，LC-10AT 泵，CTO-10A柱溫箱，RF-10A XL熒光檢測器；HW-2000色譜工作站2.12版(南京千譜軟件有限公司)。

1.2 試劑 油酸(oleic acid，OA)、亞油酸(linoleic acid，LA)、軟脂酸(palmitic acid，PA)、硬脂酸(stearic acid，SA)、胰島素、鏈脲菌素(美國Sigma公司)；高糖DMEM培養基(美國Hyclone公司)；胎牛血清(PAA, Austria)；非必需氨基酸、胰蛋白酶消化液(型號25200，澳大利亞Gibco公司)；考馬斯亮藍G-250、MTT(美國Amersco公司)；無脂肪酸牛血清白蛋白(上海前塵生物科技有限公司)；MFE Support Medium F、MFE Plating Medium F (美國XenoTech公司)；Ⅰ型鼠尾膠原(型號354236，美國BD公司)；水為超純水；甲醇和乙腈(美國Merck公司)；其他試劑均為國產分析純。

1.3 動物 ♂ SD大鼠，體質量100～200 g，由上海斯萊克動物實驗動物中心提供，許可證號：SCXK(滬)2012-0002。

1.4 細胞培養 HepG2細胞購自上海中科院細胞庫。將細胞消化后，分散于T-75培養瓶中，用高糖DMEM培養基于37 ℃、含5% CO2(相對濕度90%)的環境中培養，2～3 d更換1次培養基。

超低溫冷凍無限增殖化肝細胞Fa2N-4購自美國XenoTech公司。Fa2N-4細胞培養：24孔板中每孔加入4%的膠原溶液，培養箱中放置3～4 h后，吸出上層溶液換成PBS待用。細胞復蘇后，混懸于MFE Plating Medium F 中，細胞計數后，將細胞懸液(0.67×109cells·L-1)點板至鋪好膠的24孔板，每孔加入0.5 mL。在培養箱中培養3～6 h后，將MFE Plating Medium F吸出，換成MFE Supporting Medium F繼續培養，并每隔24 h換液1次。Fa2N-4細胞點板后d 5加藥，將藥物溶解在MFE Supporting Medium F中，每24 h換液1次，誘導48 h后，測定酶活性和表達。

1.5 細胞中CYP1A2的活性測定 將CYP1A2的底物藥物非那西丁與細胞共孵育，通過測定其代謝物對乙酰氨基酚的生成量來考察CYP1A2的活性。首先，對非那西丁在本實驗所用HepG2細胞上代謝的時間依賴性和濃度依賴性進行考察。每孔細胞用1 mL 的HBSS溶液在37 ℃下溫孵15 min，除去細胞表面雜質。吸去HBSS溶液后，每孔加入含非那西丁500 μmol·L-1的HBSS液1 mL，在37 ℃下分別溫孵30、60、120、240、300 min。或者每孔分別加入含非那西丁20、50、100、200、500 μmol·L-1的HBSS溶液1 mL，37 ℃溫孵120 min。吸出HBSS溫孵液，測定生成的代謝物含量。每孔加入1 mL超純水，反復凍融3次，超聲破碎細胞，通過考馬斯亮藍法測定細胞中蛋白含量。

細胞樣品處理：取500 μL溫孵液，加入1 mL乙酸乙酯，渦旋振蕩3 min，離心(8 000 r·min-1, 10 min), 取上層800 μL，真空揮干，100 μL流動相復溶，離心(20 000 r·min-1, 10 min)，取上清進樣。HPLC條件[11-12]：色譜柱為C18柱(Phenomenex, 150 mm×4.6 mm, 5 μm)；檢測波長: 254 nm；靈敏度0.01 AUFS；柱溫40 ℃；流動相為甲醇 ∶水(30 ∶70)，流速1 mL·min-1；進樣量 20 μL。

1.6 細胞中CYP1A2 mRNA的表達 使用熒光染料SYBR GreenⅠ進行定量PCR分析。CYP1A2和β-actin的引物序列分別為：CYP1A2 forward：5′-CCCAGAATGCCCTCAACACC-3′，CYP1A2 reverse：5′-CCTTAGCCTCCTTGCTCACA-3′；β-actin forward：5′-CAGTCGGTTGGAGCGAGCAT-3′， β-actin reverse：5′-GGACTTCCTGTAACAACGCATCT-3′。qPCR結果根據文獻[13]計算。

1.7 糖尿病大鼠模型的建立 Ⅰ型糖尿病大鼠模型：♂ SD大鼠，體質量180～200 g。腹腔注射大劑量STZ(65 mg·kg-1)誘導Ⅰ型糖尿病大鼠[14]。7 d后，用葡萄糖試劑盒測定大鼠的空腹血糖，空腹血糖高于11.1 mmol·L-1的大鼠選入糖尿病模型組，對照組和糖尿病組大鼠再同時飼養4周，收集血清。Ⅱ型糖尿病大鼠模型：♂ SD大鼠，體質量100～110 g，腹腔注射小劑量STZ(35 mg·kg-1)結合高脂飲食誘導Ⅱ型糖尿病大鼠[15]，造模確認成功后第4周收集血清。

1.8 糖尿病大鼠血清對HepG2細胞上CYP1A2功能的影響 取造模成功的糖尿病大鼠血清和對照組正常大鼠血清。將血清于56℃滅活30 min，并用0.22 μm濾膜過濾除菌，分別用滅活除菌后的100%糖尿病大鼠血清和100%對照大鼠血清培養融合成單層的HepG2細胞，培養48 h后，測定HepG2細胞上CYP1A2的功能。

1.9 脂肪酸對細胞上CYP1A2功能和表達的影響 將HepG2細胞傳代于24孔板中，待細胞長滿至80%左右時將其分組，分別用正常培養基和加入100、200 μmol·L-1的OA、LA、PA和SA的培養基培養48 h后，對細胞上CYP1A2的功能或表達進行檢測。Fa2N-4細胞點板后d 5，分別用正常培養基和含200 μmol·L-1的OA、LA、PA和SA的培養基培養48 h后，對細胞上CYP1A2的功能或表達進行檢測。

2 結果

2.1 非那西丁在HepG2細胞上的代謝 非那西丁在HepG2細胞中可生成代謝物對乙酰氨基酚。如Fig 1所示，隨著孵育時間和底物濃度的增加，代謝物的生成也逐漸增加。通過非那西丁的濃度依賴性和時間依賴性代謝實驗，說明本實驗中所用的酶活性測定方法是可行的。對下述細胞上CYP1A2活性測定實驗，選擇500 μmol·L-1底物濃度，孵育時間2 h。

Fig 1 Metabolism of phenacetin in HepG2 cells

A:Time-dependent metabolism;B:Concentration-dependent metabolism

2.2 糖尿病血清對細胞上CYP1A2功能的影響 用 STZ 造模成功的Ⅰ型和Ⅱ型糖尿病大鼠血清培養HepG2細胞，對照組用正常大鼠血清培養細胞，48 h后，通過非那西丁的代謝物生成考察CYP1A2的功能。結果顯示，用糖尿病大鼠血清培養的HepG2細胞中非那西丁的代謝明顯增加(Fig 2)。與正常大鼠血清培養的HepG2細胞相比，Ⅰ型糖尿病大鼠血清培養的細胞上對乙酰氨基酚的生成速率增加50%(Fig 2A)，Ⅱ型糖尿病大鼠血清培養的細胞上對乙酰氨基酚的生成速率增加了277%(Fig 2B)。表明糖尿病大鼠血清培養的HepG2細胞上CYP1A2的功能增強。

Fig 2 Effect of serum from diabetic rats

A:Serum of type 1 diabetes;B:Serum of type 2 diabetes.**P<0.01vsCon

2.3 脂肪酸對HepG2細胞上CYP1A2功能與表達的影響 將不同濃度的脂肪酸，包括飽和脂肪酸PA和SA，以及不飽和脂肪酸OA和LA，與HepG2細胞共培養48 h，考察脂肪酸對HepG2細胞上CYP1A2的功能的影響。結果顯示，高濃度的脂肪酸均能濃度依賴性地增加對乙酰氨基酚的生成(Fig 3)。與對照組相比，200 μmol·L-1的PA、SA、OA和LA分別增加了HepG2細胞49%、92%、55%和24%的CYP1A2酶活性(Fig 3)。

qPCR結果顯示(Fig 4)，2種脂肪酸OA和PA均能上調CYP1A2的mRNA水平。OA培養的HepG2細胞中CYP1A2的mRNA水平約為對照組的5.7倍，而PA培養的HepG2細胞中 CYP1A2的mRNA水平約為對照組的11.4倍。

2.4 脂肪酸對Fa2N-4細胞上CYP1A2功能與表達的影響 在另外一種肝細胞Fa2N-4上考察脂肪酸對 CYP1A2的影響。結果與HepG2細胞類似，4種脂肪酸OA、LA、PA、SA均能不同程度增加CYP1A2的活性(Fig 5)。200 μmol·L-1的OA、LA、PA、SA作用于Fa2N-4細胞48 h后，對乙酰氨基酚的生成與對照組相比分別增加了47%、35%、15%、25%。

Fig 3 Effects of fatty acids on CYP1A2 activity in HepG2 cells

A:Oleic acid;B:Linoleic acid;C:Palmitic acid;D:Stearic acid.*P<0.05，**P<0.01vsCon

Fig 4 Effects of fatty acids on CYP1A2

*P<0.05vsCon

Fig 5 Effects of fatty acids on CYP1A2 activity in Fa2N-4 cells

*P<0.05，**P<0.01vsCon

qPCR結果顯示(Fig 6)，4種脂肪酸OA、LA、PA、SA也均能上調Fa2N-4 細胞CYP1A2的mRNA水平。

3 討論

糖尿病動物和糖尿病患者肝臟CYP1A2功能與表達水平均明顯增高，機制尚不明確。糖尿病狀態下，體內激素分泌及代謝功能均發生紊亂，影響代謝酶的因素較多，因此很難在體研究單一因素對代謝酶的影響。有多篇文獻報道，可通過用糖尿病血清培養離體細胞，如內皮細胞、胚胎細胞等，體外模擬糖尿病環境，研究糖尿病對細胞的影響[16-17]，故本研究嘗試將肝細胞與糖尿病血清共培養，并在體外細胞水平上研究糖尿病影響肝細胞上CYP1A2的作用機制。結果發現，糖尿病血清培養的HepG2細胞上CYP1A2的功能明顯增加，與在體實驗結果一致。

Fig 6 Effects of fatty acids on CYP1A2 mRNA expression in Fa2N-4 cells

*P<0.05，**P<0.01vsCon

與正常血清相比，糖尿病血清中很多指標，如胰島素、葡萄糖、脂肪酸等水平均發生明顯變化。鏈脲菌素誘導的糖尿病大鼠血清中脂肪酸水平明顯增加，其中OA、LA、PA和SA在Ⅰ型糖尿病大鼠血清中的濃度分別為正常大鼠的4.5倍、3.5倍、2.4倍、3.5倍[10]。此外，各脂肪酸在Ⅱ型糖尿病大鼠血清中的總量是正常大鼠的3.0倍[18]。前期研究結果提示脂肪酸可誘導肝細胞上CYP3A酶活性和表達，因此，在本研究中我們考察脂肪酸對肝細胞上CYP1A2的影響。結果發現脂肪酸，無論是飽和脂肪酸還是不飽和脂肪酸，均可增加人肝癌細胞HepG2上CYP1A2的活性與表達，同時，該結果也在另一種人永生化肝細胞Fa2N-4上得到了進一步的驗證。

CYP1A2酶活性或表達在伴有脂質代謝紊亂的疾病狀態下均發生改變(如糖尿病、肥胖、非酒精性脂肪肝等)[19-20]。很多在體和離體的研究也表明，脂質代謝紊亂對CYP1A2的功能表達具有一定影響。有研究顯示，大鼠長期食用二十碳五烯酸以及二十二碳六烯酸，肝臟CYP1A2 mRNA表達水平和酶活性增加[8]。高酮體血癥大鼠肝臟CYP1A2明顯增加[21]。然而，體外研究顯示出相反的結果，5種不飽和脂肪酸，亞油酸、亞麻酸、花生四烯酸、二十碳五烯酸和二十二碳六烯酸均可抑制肝微粒體中CYP1A2的酶活性，而飽和脂肪酸軟脂酸和硬脂酸對CYP1A2的酶活性無影響[9]。人原代肝細胞暴露在高濃度(1、2 mmol·L-1)的脂肪酸(油酸和軟脂酸2 ∶1混合)14 h后，CYP1A2的活性和mRNA表達明顯降低[22]。而本研究的結果與在體研究的結果是一致的，這可能是由于脂肪酸濃度和共培養時間不同所導致。高濃度的脂肪酸會使細胞中的脂質聚集并導致細胞凋亡，故無法長時間與細胞共培養。然而，疾病引起的脂質紊亂對肝細胞上功能蛋白的調節是一個長期的過程，這提示選擇合適的脂肪酸濃度和培養時間，是體外模擬疾病狀態及研究脂肪酸對細胞影響所需關注的問題之一。有文獻報道，脂肪酸影響轉錄因子水平[23]，而后者也是調控CYP450酶的重要因素之一，脂肪酸對CYP1A2功能和表達的影響是否是通過以上通路或由相關信號通路介導的，還有待進一步深入研究。

本研究在體外細胞水平上對糖尿病狀態下肝臟CYP1A2變化機制進行了初步探索，發現脂肪酸濃度的異常變化可能是影響肝臟CYP1A2的功能和表達改變的部分原因，為進一步探索糖尿病狀態下肝臟CYP1A2改變機制的研究提供了一定的基礎。

[1] Dostalek M, Akhlaghi F, Puzanovova M.Effect of diabetes mellitus on pharmacokinetic and pharmacodynamic properties of drugs[J].ClinPharmacokinet, 2012, 51(8): 481-99.

[2] Gwilt P R, Nahhas R R, Tracewell W G.The effects of diabetes mellitus on pharmacokinetics and pharmacodynamics in humans[J].ClinPharmacokinet, 1991, 20(6): 477-90.

[3] Kim Y C, Lee A K, Lee J H,et al.Pharmacokinetics of theophylline in diabetes mellitus rats: induction of CYP1A2 and CYP2E1 on 1,3-dimethyluric acid formation[J].EurJPharmSci,2005,26(1):114-23.

[4] Sindhu R K, Koo J R, Sindhu K K,et al.Differential regulation of hepatic cytochrome P450 monooxygenases in streptozotocin-induced diabetic rats[J].FreeRadicRes, 2006, 40(9): 921-8.

[5] Yamazoe Y, Murayama N, Shimada M,et al.Cytochrome P450 in livers of diabetic rats: regulation by growth hormone and insulin[J].ArchBiochemBiophys, 1989, 268(2): 567-75.

[6] Matzke G R, Frye R F, Early J J,et al.Evaluation of the influence of diabetes mellitus on antipyrine metabolism and CYP1A2 and CYP2D6 activity[J].Pharmacotherapy, 2000, 20(2): 182-90.

[7] Korrapati M R, Vestal R E, Loi C M.Theophylline metabolism in healthy nonsmokers and in patients with insulin-dependent diabetes mellitus[J].ClinPharmacolTher, 1995, 57(4): 413-8.

[8] Kravchenko L V, Tutel′Yan V A, Trusov N V,et al.Effect of polyunsaturated fatty acids omega-3 on the induction of activity and expression of CYP1A1 and CYP1A2 genes in the liver of rats under the influence of indole-3-carbinol[J].BullExpBiolMed, 2014, 156(3): 327-31.

[9] Yao H T,Chang Y W,Lan S J,et al.The inhibitory effect of polyunsaturated fatty acids on human CYP enzymes[J].LifeSci,2006,79(26): 2432-40.

[10]Hu N, Hu M, Duan R,et al.Increased levels of fatty acids contributed to induction of hepatic CYP3A4 activity induced by diabetes-invitroevidence from HepG2 cell and Fa2N-4 cell lines[J].JPharmacolSci, 2014, 124(4): 433-44.

[11]曾志堅, 蔣三元.HPLC測定抗感冒片中對乙酰氨基酚含量[J].中國醫藥導報, 2008, 5(21): 40-1.

[11]Zeng Z J, Jiang S Y. Content determination of paracetamol in Kangganmao tablets by HPLC[J].ChinaMedHerald, 2008, 5(21): 40-1.

[12]王新敏, 彭蘊茹, 景欣悅, 等.HPLC法測定大鼠血漿、微粒體中非那西丁與其代謝物含量及其應用[J].中國藥理學通報, 2013, 29(4):591-2.

[12]Wang X M, Peng Y R, Jing X Y, et al.HPLC determination of phenacetin and its metabolite in rat plasma and microsome and its application[J].ChinPharmacalBull, 2013, 29(4): 591-2.

[13]Livak K J, Schmittgen T D.Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2(-delta delta CT) method[J].Methods, 2001, 25(4): 402-8.

[14]王棟棟,何素梅, 張冠英, 等.大黃游離蒽醌對糖尿病大鼠心肌纖維化的作用[J].中國藥理學通報, 2015, 31(4): 509-13.

[14]Wang D D, He S M, Zhang G Y, et al. Effect of FAR on myocardial fibrosis of diabetic rats[J].ChinPharmacalBull, 2015, 31(4): 509-13.

[15]Liu C, Hu M, Guo H,et al.Combined contribution of increased intestinal permeability and inhibited deglycosylation of ginsenoside Rb1 in the intestinal tract to the enhancement of ginsenoside Rb1 exposure in diabetic rats after oral administration[J].DrugMetabDispos, 2015, 43(11): 1702-10.

[16]Munzel D, Lehle K, Haubner F,et al.Impact of diabetic serum on endothelial cells: anin-vitro-analysis of endothelial dysfunction in diabetes mellitus type 2[J].BiochembiophysResCommun, 2007, 362(2): 238-44.

[17]Ornoy A, Zaken V, Abir R,et al.Effects on rat embryos of culture in serum of women with gestational diabetes[J].ToxicolInVitro, 1995, 9(5): 643-51.

[18]Liu C, Zhang M, Hu M Y,et al.Increased glucagon-like peptide-1 secretion may be involved in antidiabetic effects of ginsenosides[J].JEndocrinol, 2013, 217(2): 185-96.

[19]Chiney M S, Schwarzenberg S J, Johnson L A.Altered xanthine oxidase and N-acetyltransferase activity in obese children[J].BrJClinPharmacol, 2011, 72(1): 109-15.

[20]Fisher C D, Lickteig A J, Augustine L M,et al.Hepatic cytochrome P450 enzyme alterations in humans with progressive stages of nonalcoholic fatty liver disease[J].DrugMetabDispos, 2009, 37(10): 2087-94.

[21]Barnett C R, Flatt P R, Ioannides C.Induction of hepatic microsomal P450 Ⅰ and ⅡB proteins by hyperketonaemia[J].BiochemPharmacol, 1990, 40(2): 393-7.

[22]Donato M T, Lahoz A, Jimenez N,et al.Potential impact of steatosis on cytochrome P450 enzymes of human hepatocytes isolated from fatty liver grafts[J].DrugMetabDispos, 2006, 34(9):1556-62.

[23]James M J, Gibson R A, Cleland L G.Dietary polyunsaturated fatty acids and inflammatory mediator production[J].AmJClinNutr, 2000, 71(1 Suppl): 343S-8S.

Fatty acid participates in up-regulation of diabetes on function and expression of CYP1A2

HU Nan, JIANG Yan, HAN Rui, QIAN Qing, ZOU Su-lan

(DeptofPharmacy,theFirstPeople′sHospitalofChangzhou,ChangzhouJiangsu213003,China)

Aim To investigate the mechanism of diabetes changing the hepatic CYP1A2 throughinvitrocell culture study.Methods The function of CYP1A2 in HepG2 and Fa2N-4 cells were evaluated by determining the level of phenacetin metabolism, and the mRNA expression of CYP1A2 in cells was detected by real time PCR. HepG2 cells were co-cultured with serum of diabetic rats(type 1 and type 2) and normal rats, then the CYP1A2 function in cells were evaluated. Then, the HepG2 and Fa2N-4 cells were co-cultured with a series of concentrations of saturated (including palmitic acid and stearic acid) and unsaturated fatty acids(including oleic acid and linoleic acid) for 48 h, and the function and expression of CYP1A2 in the cells were compared.Results It was found that the activities of CYP1A2 were higher in cells incubated with diabetic serum of both type. All high concentration of fatty acids could increase the function and expression of CYP1A2 in both HepG2 and Fa2N-4 cells.Conclusion It is speculated that the abnormal level of fatty acids under diabetic state might be part of the reasons why diabetes change the hepatic CYP1A2, which provides the basis for future study.

diabetes；fatty acids；HepG2；Fa2N-4；CYP1A2 function；CYP1A2 mRNA expression

時間：2017-1-13 11:38:00

http://www.cnki.net/kcms/detail/34.1086.R.20170113.1138.040.html

2016-10-25,

2016-11-26

國家自然科學基金青年基金(No 81503136)；常州市衛生人才培養工程(No 2016CZBJ010)

胡 楠(1986-)，女，博士，主管藥師，研究方向：藥物代謝動力學和臨床藥學，E-mail:hn_324@163.com; 鄒素蘭(1966-)，女，主任藥師，研究方向：臨床藥學，通訊作者，E-mail:zsl661104@163.com

10.3969/j.issn.1001-1978.2017.02.020

A

1001-1978(2017)02-0249-06

R-332；R322.47；R345.99；R587.1；R977.3