PIM1對老年食管癌患者癌細胞增殖和凋亡的影響

羅 燕 徐崇明 段麗群

(湖北省腫瘤醫院胸部放療科，湖北 武漢 430079)

PIM1對老年食管癌患者癌細胞增殖和凋亡的影響

羅 燕 徐崇明 段麗群

(湖北省腫瘤醫院胸部放療科，湖北 武漢 430079)

目的探討PIM1對老年食管癌患者癌細胞增殖和凋亡的影響。方法將RNAi重組質粒(PIM1-shRNA-3) 經脂質體介導轉染食管癌ECA-109細胞株。PIM1基因沉默(PPIM1-shRNA-3)穩定轉染的ECA-109細胞(轉染組)，用空質粒載體穩定轉染的ECA-109細胞(空白轉染組)和正常培養的ECA-109細胞(對照組)作為對照進行體外研究。通過細胞計數法繪制細胞生長曲線圖，RT-PCR法測量PIM1基因表達水平，CCK-8法計算其增殖抑制率，AnnexinV-FITC/PI流式法和TUNEL法測算凋亡情況來檢測細胞的增殖能力。結果載體成功轉入到食管癌細胞中并表達，轉染組ECA-109細胞數量減少；轉染組腫瘤細胞PIM1基因表達水平明顯低于空白轉染組和對照組(P<0.05)，且轉染組PIM1 mRNA相對表達與空白轉染組和對照組相比顯著降低(P<0.05)；相比空白轉染組和對照組，ECA-109細胞計數和增殖能力在轉染組明顯降低(P<0.05)；與空白轉染組和對照組比較，轉染組細胞的細胞抑制率明顯升高，P<0.05；TUNEL和AnnexinV-FITC/PI法檢測結果表明：PIM1基因沉默可促進細胞的凋亡反應，進而抑制細胞的增殖水平。結論食管癌ECA-109細胞株可通過PIM1基因沉默抑制增殖，增加凋亡。

食管癌；PIM1；基因沉默；細胞增殖；細胞凋亡

大多數食管癌患者在就診時已處于中晚期，相當一部分病人已經不能進行手術治療，總的5年生存率低于10%，因此食管癌的治療仍強調早期診斷〔1〕。隨著我國人口老年化進程，高齡食管癌患者日益增多〔2〕。當前，從基因角度出發，探尋食管癌的發病機制、診斷標準以及治療手段對于食管癌的診療具有重要意義〔3,4〕。PIM1屬于絲氨酸/蘇氨酸激酶PIM家族，可抑制細胞凋亡，被認為與腫瘤的發生密切相關〔5〕。本研究擬探討PIM1基因沉默對食管癌細胞增殖和凋亡的影響。

1 材料和方法

1.1細胞轉染及分組 在含有10% FBS的RPMI1640培養基中對食管癌ECA-109細胞株(購于中國科學院上海生命科學研究院生物化學與細胞生物學研究所，常規培養質粒提取試劑盒購自北京天為時代生物有限公司)常規培養。于轉染前1 d用2×105個/孔將細胞接種到24孔板上，具體轉染方法嚴格根據LipofectamineTM2000 Reagent的使用說明進行。培養轉染細胞48 h后，再換成RPM1-1640完全培養基，此培養基含有G418(600 mg/L)。經過大約3 w的篩選，最后獲取穩定轉染的 PIM1基因沉默的重組質粒組(轉染組)；與此同時，采用空載體質粒組轉染的PIM1細胞作為陰性對照組(空白轉染組)，以正常ECA-109細胞作為對照組。對細胞進行收集并冷凍保存，留置待用。

1.2熒光定量RT-PCR法檢測PIM1基因表達 采用Trizol(Invitrogen公司)一步法〔6〕，提取標本總RNA，并通過紫外分析技術及甲醛變性電泳檢測獲得的RNA質量。取1 μg RNA逆轉錄成DNA。內參照β-actin上游引物5'-TCCCGGCATGTGCAAGGCC-3'，下游引物5'-CATCTCTTGCTCGAAGTCCA-3'，目的片段545 bp；PIM1上游引物5'-CTCCACCGCGACATCAAGGA-3'，下游引物5'-GATGGTCTCAGGGCCAAGCA-3'，目的片段338 bp。PCR反應條件：94℃ 5 min→(94℃ 30 s→50℃ 30 s→72℃ 30 s)30個循環→72℃ 10 min，在1% 瓊脂糖凝膠中對PCR產物進行電泳分析〔7〕。

1.3檢測細胞增殖及其抑制率并繪制生長曲線 分別取各組的PIM1細胞，以1×104/孔接種到24孔板中，每小組分別取4個平行孔，接種48 h后，倒立放置在顯微鏡下觀察并進行拍照記錄，記錄72 h和96 h后的細胞數。每個小組接種7個復孔，并在37℃和5% CO2的培養箱中進行常規培養，每天對1孔進行3次計數，連續7 d，采用3次的平均數繪制細胞生長曲線。以4×105/孔接種3組細胞到在96孔培養板上，每小組24復孔。分別添加CCK-8試劑(購于同仁化學研究所)10 μl，在接種后的24、48、72 h，測定450 nm處的吸光度值(OD值)。取培養液作為空白對照，取其平均值。細胞增殖抑制率公式：抑制率 = (1-實驗組 OD值/對照組OD值)×100%〔8〕。

1.4TUNEL法檢測細胞凋亡 預置蓋玻片的24孔板中對各組食管癌細胞進行接種，培養72 h，使用TUNEL試劑盒法(TUNEL法凋亡檢測試劑盒購于Roche公司)檢測細胞凋亡情況；采用光學顯微鏡觀察凋亡細胞，計算凋亡指數。結果判定：隨機選取5個400倍高倍鏡視野，凋亡細胞為出現在細胞核內的棕黃色或深褐色顆粒。

1.5AnnexinV-FITC/PI流式法檢測細胞凋亡率 各組轉染細胞接種在6孔板中，并置于37℃、5% CO2的培養箱中培養，長至80% 融合時，換新的DMEM培養基。以不含EDTA的胰酶消化處理后，收集1×105細胞，加入500 μl binding buffer重懸細胞，然后加入5 μl Annexin V-FITC溶液混勻后加入5 μl Propidum Iodide混勻(凱基生物有限公司,南京，中國)，室溫下避光反應5～15 min。以流式細胞儀FACSCalibur(BD Bioscience,USA) 檢測各組細胞凋亡情況。

1.6統計學分析 采用SPSS21.0軟件計量資料組間比較采用t檢驗，多組之間的比較采用單因素方差分析。

2 結 果

2.1各組細胞株的轉染效果 轉染PIM1基因沉默的重組質粒組和陰性對照組中，約70%～80%的細胞都能檢測到熒光信號，而在正常對照組中不出現熒光信號。見圖1。

2.2各組腫瘤細胞基因PIM1表達水平 轉染組腫瘤細胞PIM1基因表達水平(0.29±0.02)明顯低于空白轉染組(0.42±0.03)和對照組(0.44±0.04)，轉染組與空白轉染組和對照組相比差異顯著(均P<0.05)；空白轉染組和對照組間無明顯差異(P>0.05)。

2.3細胞生長曲線 3組細胞均隨著時間生長，但增殖能力和速率不一樣。相比空白轉染組和對照組，轉染組ECA-109細胞在各檢測時間點明顯減少(均P<0.05)。而空白轉染組和對照組差異無統計學意義(P>0.05)。見表1。

圖1 熒光顯微鏡檢測轉染效率

組別48h72h96h轉染組229±0211)314±0251)398±0331)空白轉染組411±028603±038712±041對照組434±028639±041754±059

與空白轉染組和對照組相比:1)P<0.05

2.4細胞增殖抑制率測定 結果顯示轉染組在24、48、72 h的細胞抑制率分別為(30.32±4.24)%、(38.39±5.87)%、(58.45±7.22)%，與空白轉染組〔(3.32±0.10)%，(4.01±0.14)%，(6.24±0.18)%〕和對照組(0)相比明顯升高(P<0.05)；而空白轉染組和對照組比較差異不明顯(P>0.05)。

2.5各組細胞凋亡情況比較 經過TUNEL染色后，凋亡細胞將會顯示棕黃色，在對照組和空白轉染組中棕色顆粒并不明顯，反映細胞凋亡程度并不高。而在轉染的 PIM1基因沉默的重組質粒組(轉染組)中，能觀察到明顯的凋亡細胞，說明凋亡程度較高。與空白轉染組〔(3.02±0.14)%〕和對照組〔(2.95±0.10)%〕相比，轉染組〔(12.36±0.45)%〕的凋亡率較高(P<0.05)，而空白轉染組與對照組比較無顯著差異(P>0.05)。

3 討 論

有關研究顯示，在前列腺癌中，PIM1有顯著的高表達，提示PIM1可為診斷前列腺癌的新標志物〔9〕。PIM1表達與前列腺癌的分期和預后有關〔10〕。不僅僅是前列腺癌，與配對的正常組織相比，PIM1 mRNA水平在肺癌、膀胱癌、胃癌等眾多疾病組織中均呈高表達狀態，這也提示了PIM1基因高表達可抑制腫瘤細胞凋亡，促進腫瘤細胞增殖〔11，12〕。

本研究表明PIM1基因沉默對食管癌細胞有顯著抑制作用。有研究顯示，經過轉染的PC細胞中發現PIM1表達，且過表達PIM1的細胞增殖速度明顯大于對照組，表明PIM1基因對PC細胞增殖有調控作用〔13〕。Li等〔14〕在研究食管癌細胞株EC9706中，用siRNA干擾PIM1的表達后得出結論：通過下調食管癌細胞中PIM1的表達，癌細胞的凋亡速度隨著PIM1基因表達量下降而增快，而增殖速度則隨著PIM1基因表達量下降而減慢。提示在食管癌的進展中PIM1可能發揮相當重要的作用，也為大家提供了一條新的研究思路，抑制PIM1表達也許可作為對食管癌分子的靶向治療。

1Zhang Y.Epidemiology of esophageal cancer〔J〕.World Journal of Gastroenterology,2013;19(34):5598.

2王 凱.高齡食管癌患者術后肺不張防治分析〔J〕.浙江臨床醫學,2012;14(11):1407-8.

3Ghadimi MR,Rasouli M,Mahmoodi M,etal.Prognostic factors for the survival of patients with esophageal cancer in Northern Iran〔J〕.J Res Med Sci,2011;16(10):1261-72.

4Li GN,Li XM,Liu YQ,etal.Association between glutathione S-transferases M1 and T1 gene polymorphisms and esophageal cancer prognosis〔J〕.Int J Clin Exp Med,2015;8(3):3300-8.

5Zhang G,Liu Z,Cui G,etal.MicroRNA-486-5p targeting PIM-1 suppresses cell proliferation in breast cancer cells〔J〕.Tumor Biol,2014;35(11):11137-45.

6Liu SG,Qin XG,Zhao BS,etal.Differential expression of miRNAs in esophageal cancer tissue〔J〕.Oncol Lett,2013;5(5):1639-42.

7Sharma P,Saraya A,Gupta P,etal.Decreased levels of circulating and tissue miR-107 in human esophageal cancer〔J〕.Biomarkers,2013;18(4):322-30.

8鄭學芝,孫 衛,張緒東,等.Nucleostemin基因沉默對食管癌細胞增殖和凋亡的影響〔J〕.中國老年學雜志,2011;31(21):3121-3.

9Kim J,Roh M,Abdulkadir SA.Pim1 promotes human prostate cancer cell tumorigenicity and c-MYC transcriptional activity〔J〕.BMC Cancer,2010;10(1):1-15.

10He HC,Bi XC,Zheng ZW,etal.Real-time quantitative RT-PCR assessment of PIM-1 and hK2 mRNA expression in benign prostate hyperplasia and prostate cancer〔J〕.Med Oncol,2009;26(3):303-8.

11Guo S,Mao X,Chen J,etal.Overexpression of Pim-1 in bladder cancer〔J〕.J Exp Clin Cancer Res,2010;29(1):1-7.

12Yan B,Yau EX,Samanta S,etal.Clinical and therapeutic relevance of PIM1 kinase in gastric cancer〔J〕.Gastric Cancer,2012;15(2):188-97.

13Kim J,Roh M,Abdulkadir SA.Pim1 promotes human prostate cancer cell tumorigenicity and c-MYC transcriptional activity〔J〕.Bmc Cancer,2010;10(3):1-15，443-51.

14Li S,Xi Y,Zhang H,etal.A pivotal role for PIM-1 kinase in e-sophageal squamous cell carcinoma involving cell apoptosis in-duced by reducing Akt phosphorylation〔J〕.Oncol Rep，2010;24( 4):997-1004.

羅 燕 (1979-)，女，博士，住院醫師，主要從事腫瘤學研究。

R73

A

1005-9202(2017)20-5005-02；

10.3969/j.issn.1005-9202.2017.20.022

〔2017-04-06修回〕

(編輯 曲 莉)