超聲改性大豆分離蛋白與大豆可溶性多糖復合乳化體系的凍融穩定性研究

丁 儉，李 楊，史博瑞，孫紅波，齊寶坤，江連洲，隋曉楠*

大豆分離蛋白作為天然的乳化劑可以形成O/W型乳狀液，是調味料、飲料、冰淇淋、蛋黃醬等食品的重要原料，在食品工業中具有廣泛的應用。為了延長食品的保質期、抑制微生物生長和維持食品的化學穩定性，通常采用冷凍貯藏的方法，而蛋白乳狀液是一種非均多相分散體系，其不穩定等問題極大地影響了食品的品質和感官特性。因此，許多研究者利用物理（加熱、超聲、微波、超高壓處理等）[1-4]、化學（化學試劑改性、糖基化等）[5-7]和酶法（限制性酶解、生物修飾等）[8]等方式改變蛋白質的空間結構和分子特性，從而改善蛋白的功能特性。也有研究通過在蛋白形成的乳液中加入多糖、果膠等大分子，增加乳液的界面層厚度、靜電斥力和空間位阻的作用，強化乳液的穩定性[9]。

在食品加工過程中，乳液通常會經歷反復的凍融循環，在冷凍-解凍的過程中會發生各種物理化學變化，包括脂肪結晶、水的凍結、乳液冷凍濃縮、界面相變和生物大分子構象改變等[9]，從而影響乳液的穩定性。乳液的這些凍融變化會對產品的品質、外觀、風味產生重要影響，而乳液的凍融穩定性與多種因素有關，包括乳液的剪切加工條件、乳化劑的類型、油相的組成、凍融環境等[10-11]。Yerramilli等[12]對比研究了大豆分離蛋白和酪蛋白酸鈉等不同乳化劑對乳液的凍融穩定性影響，發現大豆分離蛋白在冷凍處理過程中會造成界面聚合和乳液失穩，而酪蛋白酸鈉并沒有發生界面乳化劑的聚合。Estevez等[13]的研究發現，界面組成、加工條件等對乳液的形成機制及穩定性有一定的影響，而在乳液冷凍過程中脂肪的結晶也不盡相同。Hjorth等[14]研究純油體系的甘油酯的結晶，表明在快速冷凍時通常會得到α型晶體，然后保持略高的溫度繼續冷凍會轉變成熔點較高的β’晶型和β晶型。綜上所述，目前關于乳化劑對純油體系結晶和乳液的加工手段對乳液凍融穩定性影響的研究較多，但對改性大豆分離蛋白-多糖形成的乳化體系中乳液的穩定機理與乳液結構特性的構效關系研究相對較少。本研究以不同超聲處理的大豆分離蛋白作為乳化劑，利用大豆可溶性多糖作為分散劑，研究蛋白與多糖協同穩定乳液的特性，揭示通過超聲改變蛋白質構象、展開柔性結構與多糖交互作用對乳液界面的影響，對所形成的乳液在冷凍-解凍過程中失穩機理進行分析研究，通過對凍融前后乳液粒徑、電位和激光共聚焦微觀結構觀察，對比分析乳液中固脂含量（solid fat content，SFC）、油脂被乳化量的差異，探究不同結構特性的復合物作為乳化劑對體系凍融穩定性和乳滴聚結程度的影響，從而解析乳液的穩定機理。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

大豆多糖（商品級） 鄭州荔諾生物有限公司；低溫脫脂豆粕 山東禹王公司；葵花籽油 上海佳格食品有限公司。

氫氧化鈉 天津市光復精細化工研究所；鹽酸北京新光化工試劑廠；磷酸二氫鈉、磷酸氫二鈉 天津市東麗區天大化學試劑廠；所有試劑均為國產分析純。

1.2 儀器與設備

超聲波細胞破碎儀 寧波新芝生物科技股份有限公司；均質機 上海標本模型有限公司；LGR20-W臺式高速冷凍離心機 北京京立離心機有限公司；Mastersizer 2000激光粒度儀、電位及納米粒度分析儀英國馬爾文儀器有限公司；激光共聚焦掃描顯微鏡德國徠卡公司；FD-1A-50真空冷凍干燥機 上海比朗儀器有限公司；超低溫冰箱 上海茸研公司；UV-5100型高性能紫外-可見分光光度計 上海奧析科學儀器；MAGNA-IR560傅里葉變換紅外光譜儀 美國NICOLET公司；Q1000示差掃描量熱儀 美國TA儀器；Minispec l20/100RTS脈沖核磁共振儀 德國Bruker公司；ICI-2數顯型恒溫水浴鍋 金壇市精達儀器制造廠。

1.3 方法

1.3.1 大豆分離蛋白的提取

大豆分離蛋白的提取參考Wolf[15]的方法。將低溫脫脂豆粕粉碎過60 目篩，將粉碎物與水按1∶10（m/V）的比例混合，然后用2 mol/L的NaOH溶液調節溶液的pH值至8.5，45 ℃攪拌2 h后，將其懸浮液在4 ℃條件下10 000×g離心20 min，取上層清液用2 mol/L HCl溶液調節pH值至4.5。靜置30 min后在4 ℃條件下6 000×g離心20 min，所得蛋白沉淀水洗2 次，最后用2 mol/L NaOH溶液調節pH值至7.0。將溶液冷凍干燥后研磨，即得大豆分離蛋白。

1.3.2 大豆分離蛋白的超聲處理

配制4 組大豆分離蛋白溶液，將大豆分離蛋白溶解在0.05 mmol/L pH 7.0的磷酸鹽緩沖液中，使其質量濃度為50 mg/mL，大豆分離蛋白溶液在不同的超聲功率（0、200、300、400、500 W）下超聲15 min，在室溫下攪拌2 h[16]。

1.3.3 不同超聲處理大豆分離蛋白與大豆可溶性多糖復合乳液的制備

將未超聲的大豆分離蛋白和超聲改性后的大豆分離蛋白稀釋后攪拌，然后將大豆分離蛋白溶液向可溶性多糖溶液中邊滴加邊磁力攪拌，大豆分離蛋白與可溶性多糖的質量比為3∶1，用2 mol/L HCl溶液將體系pH值調節至3.0，磁力攪拌3 h形成復合物，然后分別加入質量分數2.5%的葵花籽油，20 000 r/min均質3 min，制備出不同類型的乳液[17]。

1.3.4 乳液的凍融處理

將制備得到的乳液立即進行凍融處理。取不同的乳液樣品50 mL裝入塑料容器中，在-20 ℃的冰箱中恒溫貯存24 h，將冷凍后的樣品在20 ℃水浴中解凍，取部分樣品保持20 ℃不變并進行分析。再將解凍的乳液置于-20 ℃冰箱中恒溫貯存24 h，進行第二次凍融循環，最后得到的樣品在進行分析前保持20 ℃不變。

1.3.5 凍融前后乳液的微觀結構分析

通過觀察乳液的微觀結構分析乳液的凍融穩定特性。將未處理的乳液和經過凍融處理的各乳液利用尼羅紅進行染色，取1 mL乳液樣品加入40 μL染色液，混合均勻后染色30 min，取染色的乳液樣品一滴，置于帶凹槽的載玻片上，蓋上蓋玻片并用甘油密封。在激發光波長488 nm下進行激光共聚焦掃描，使用油鏡進行圖像采集，分辨率為1 024×1 024，避免玻片上污染物對圖像的影響。

1.3.6 乳液Zeta電位和平均粒徑的測定

將未處理的乳液和凍融后的乳液分散在去離子水中，乳液質量分數為0.005%，在常溫下測定其Zeta電位，測定時溫度為25 ℃，每個樣品平行測定3 次。將乳液分散到去離子水中，質量分數為0.1%，用激光粒度儀測定其乳液的粒徑分布，達到相應的遮光度后進行測定，每個樣品平行測定3 次[18]。

1.3.7 乳液中油脂等溫結晶SFC的測定

將乳液樣品放入低場脈沖核磁共振儀的專用玻璃樣品管中，在60 ℃下恒溫水浴30 min，充分熔化以消除熱歷史對結晶的影響，轉移至0 ℃恒溫水浴器中保持60 min，測定其SFC，再升溫至20 ℃，測定在此溫度下不同乳液中油脂在結晶過程中SFC的變化。

1.3.8 乳液凍融循環后油脂被乳化量的測定

采用染料稀釋法來確定凍融后乳液油脂釋放量，實驗根據Palazolo等[19]的方法作少許修改。利用質量分數0.001 5%的蘇丹III染液與葵花籽油混合，磁力攪拌過夜。選擇波長為508 nm，以葵花籽油為空白對照，得到標準曲線。將4 g蘇丹III染液與16 g凍融處理后的乳液樣品輕輕混合，靜置60 min后700×g離心20 min。從乳液的頂部等量吸取1.5 mL油狀物，在高速離心機15 000×g條件下離心20 min。上清液在508 nm波長處測定吸光度，染料的吸光度與游離油量變化相關，根據下式計算乳液油脂被乳化量。

式中：m0為蘇丹III染液質量/g；me為乳液樣品質量/g；φe為乳液中油脂的含量/%；A＝Ab/Aa，其中Aa、Ab分別為乳液凍融處理前、后加入染料的吸光度。

1.3.9 傅里葉變換紅外光譜分析

將超聲處理后的大豆分離蛋白溶液進行凍干，凍干后的樣品置于干燥器中用P2O5充分干燥，取樣品1.5 mg，與200 mg溴化鉀研磨混勻后壓片進行紅外光譜測定。在實驗過程中，為了減少蒸汽的干擾，用干燥的N2持續注入測量室。測定時波數范圍為4 000～400 cm-1，掃描次數為64 次，分辨率4 cm-1，得到的紅外吸收曲線采用Peak fitting軟件和高斯曲線擬合，分析大豆分離蛋白不同超聲功率下的二級結構含量的變化[20]。

1.4 數據統計分析

每個實驗重復3 次，結果以±s表示。采用SPSS軟件對數值進行ANOVA差異顯著性分析，以P＜0.05表示差異顯著。采用Origin 8.0軟件作圖。

2 結果與分析

2.1 乳液的微觀結構與粒徑分布

圖1 不同超聲處理的大豆分離蛋白與大豆可溶性多糖復合乳液2 次凍融循環前后的微觀結構與粒徑分布Fig. 1 Micrstructures of ultrasonic-modified SPI-SSP emulsions before and after two freeze-thaw cycles

激光共聚焦顯微鏡可以直觀地反映出乳液顆粒大小、分散狀況及產生的不穩定現象。由圖1可知，經第一次凍融循環后，未經超聲處理組在加入大豆可溶性多糖的乳液中凍融穩定性最差，第二次凍融后乳滴出現成片聚集，這是由于未經處理的大豆分離蛋白與大豆可溶性多糖復合后，其蛋白的乳化性較差，乳液的界面膜不穩定，冷凍時形成的冰晶很容易刺穿界面膜，在熱融時發生油滴之間的聚集。隨著超聲功率的增加，高功率超聲處理的大豆分離蛋白與大豆可溶性多糖形成的復合乳液，其乳液粒徑相對較小，分布在50 μm左右且呈球形。400 W和500 W超聲的蛋白乳液凍融后也發生了乳滴的部分絮凝和聚集，但粒徑增加較小，隨著功率的增加這種不穩定現象逐漸減弱。

超聲處理使蛋白的乳化性能增加，在油-水混合體系中能夠迅速地在油滴表面形成界面膜，而且超聲處理后大豆分離蛋白的柔韌性和空間結構改變[21]，形成的乳液膜更加致密，使乳液在冷凍條件下固體脂肪晶體和冰晶很難滲透破壞界面膜，有效抑制了低溫狀態下油滴之間的聚結和絮凝，從而改善了乳液的凍融穩定性。說明超聲處理得到的蛋白與大豆可溶性多糖復合，其分子結構的不同對乳狀液穩定性的影響可能不同。

2.2 乳液電位變化

圖2 不同超聲處理的大豆分離蛋白與大豆可溶性多糖復合乳液凍融前后的Zeta電位變化Fig. 2 Change in zeta-potential of ultrasonic-modified SPI-SSP emulsions after freeze-thaw treatments

乳液的表面電荷密度能有效反應乳滴之間的靜電相互作用。如圖2所示，在pH 7.0的緩沖溶液中，未經超聲處理的大豆分離蛋白形成乳液加入大豆可溶性多糖后Zeta電位為-25.29 mV，隨著超聲功率的增加，整體的電位絕對值呈先升高后降低的趨勢，經凍融循環后乳液的電位絕對值都有所下降，穩定性也發生了明顯的減弱。經400 W超聲處理的大豆分離蛋白形成的乳液與大豆可溶性多糖復合后Zeta電位為-42 mV，表面電荷密度最大，結合乳液的粒徑分布和微觀結構分析，說明此乳液的凍融穩定性最好。第二次凍融后乳液表面的電荷絕對值進一步降低。這是由于不同的超聲處理使大豆分離蛋白的柔性區域和二級結構構象發生改變[22]，使蛋白質結合大豆可溶性多糖的分子數不同，蛋白質結構的伸展和構象的改變影響了多糖分子的結合，造成乳液表面所帶電荷的不同。此外，多糖可以吸附到蛋白質層形成界面絡合物，從而有效地避免界面復合物降解，增加乳液的穩定性[23]。Thanasukarn等[24]的研究認為，在凍融處理過程中乳液的蛋白質分子會從油滴表面解吸出來，降低蛋白質的乳化效率，同時表面電荷的減少導致乳液冷凍處理后油滴之間斥力減弱發生聚結。

2.3 乳液不同溫度下SFC的變化

不同超聲處理蛋白形成的乳液加入大豆可溶性多糖后，在等溫結晶過程中SFC隨時間變化的速率曲線如圖3所示。不同乳液SFC曲線的形狀不同，在20 ℃較高的結晶溫度下，乳液的SFC沒有明顯的變化，因為溫度較高的乳液中油脂結晶困難，SFC增加較為緩慢。隨著等溫結晶貯藏溫度的降低，不同超聲功率處理組SFC的增加速率有所不同，從12 ℃的室溫條件下降到-4 ℃的過程中，未經超聲處理的蛋白乳液固體脂肪結晶的起始溫度為8 ℃，而處理后的蛋白乳液固體脂肪結晶的起始溫度都有所延遲，當達到2.5 ℃左右時，乳液中SFC最大，且平衡時的SFC相同，但SFC的增加速率不同。這表明隨著超聲功率的增加，乳液中固體脂肪結晶的速率增加，說明乳液表面的復合物僅影響體系的結晶速率，并未影響乳液中油脂結晶平衡時的SFC，這與Palazolo等[19]的結論相吻合。但經過2 次凍融循環后乳液都發生不穩定絮凝，可能是由于乳液油脂結晶速率的不同，產生不同形狀的晶體結構，影響乳液形狀的變化，使乳液在經過凍融處理時產生不穩定性的差異。造成乳液中油脂結晶速率不同的原因還可能是由于超聲處理使蛋白分子質量產生不同，當蛋白的分子質量與油脂?；滈L相接近時，蛋白質分子就會并入結晶網絡或吸附于結晶位點，加強結晶的影響，同時促進同質多晶轉變的產生，影響乳液的穩定性[25]。

圖3 不同超聲處理的大豆分離蛋白與大豆可溶性多糖復合乳液等溫結晶SFC變化Fig. 3 Change in SFC during isothermal crystallizations of ultrasonic-modified SPI-SSP emulsions

2.4 乳液凍融循環后油脂的被乳化量

不同乳液經2 次凍融循環后油脂的被乳化量如表1所示，未經超聲處理的蛋白與多糖復合乳液表現出高度的不穩定性，經第二次凍融處理后油脂的被乳化量從（3.50±0.20）%降低到（1.20±0.07）%，結合粒徑變化的聚結程度說明，此時乳液的界面膜不穩定，在凍融的過程中容易發生破裂。其他經過超聲處理的蛋白與多糖復合乳液也發生了不同程度的聚集，但游離油的釋放量少于未經超聲處理的蛋白與多糖復合乳液，而且隨著超聲功率的增加，乳液中游離油的釋放量先降低后升高，與共聚焦粒徑圖分析結果一致。乳液中游離油的釋放量依次為：未經超聲處理的蛋白乳液＞200 W超聲處理＞300 W超聲處理＞500 W超聲處理＞400 W超聲處理。游離油的產生是由于乳液在凍融處理的過程中降低了水相中自由水的含量，乳滴相互靠近發生聚結，造成油脂釋放。其結果表明乳液中乳化劑的特性不同影響乳液的穩定性，乳液不穩定聚集較為明顯的現象主要發生在未經超聲處理和200、300 W超聲處理的蛋白乳液，可能由于未經超聲處理和低功率處理的蛋白乳化性和柔性較差，空間構象和分子結構與水相中大豆可溶性多糖分子鍵合的能力較弱，形成較薄的界面膜，使乳液的油-水大分子晶體很容易從乳滴中穿透，發生聚結。另一方面，由于乳液中油脂和水在此溫度下都發生結晶，水的結晶會促進乳滴間靠近發生絮凝，水分的凍結也會降低乳液表面蛋白的水化程度并出現乳滴的聚集[26-27]。

表1 不同乳液經凍融循環后油脂的被乳化量Table 1 Amount of emulsified oil in different emulsion systems after freeze-thaw cycles%

2.5 超聲處理大豆分離蛋白傅里葉變換紅外光譜分析

表2 不同超聲條件下大豆分離蛋白的二級結構含量Table 2 Secondary structure contents of SPI under different ultrasonic treatment conditions%

圖4 不同超聲處理的大豆分離蛋白傅里葉變換紅外光譜圖Fig. 4 Fourier transform infrared spectra of SPI subjected to different ultrasonic treatments

由表2、圖4可見，大豆分離蛋白的二級結構在超聲處理時表現出不同的含量，與Li Chen等[28]的研究結果一致，在超聲處理的樣品中，經過400 W超聲處理蛋白質的α-螺旋、β-轉角和無規卷曲含量最高，β-折疊含量最低。Ruan Jishou等[29]提出蛋白質的柔性區域為在蛋白質分子中空間結構易于發生改變的部分，可以連接各段剛性區間調整相對位置關系，蛋白質的二級結構折疊形成螺旋或線狀會影響蛋白質的空間構象。通過上述研究表明，400 W超聲處理的蛋白質二級結構的空間構象更易于形成界面吸附。另外，蛋白質的二級結構取決于氨基酸序列和蛋白質分子構象的穩定性，超聲波產生的空化作用導致蛋白質二級結構的變化。Fainerman等[30]的研究表明，蛋白質的無規卷曲結構可以形成較厚的界面膜，抵抗乳液的聚集。本實驗中400 W超聲處理的大豆分離蛋白無規卷曲含量較高，因此能夠形成較厚的蛋白膜。而且此時蛋白的二級結構影響蛋白質整體構象的柔韌性和內部肽鏈結構的改變和伸展，同時影響與多糖分子的鍵合作用，進而影響復合物的界面特性。但超聲功率過高反而使蛋白質發生聚集無法伸展，影響蛋白的界面活性，造成了500 W超聲條件下乳液的不穩定。因此，超聲處理得到的蛋白質二級結構的構象改變也是影響乳液凍融穩定性的重要因素。

3 結 論

經不同超聲處理的大豆分離蛋白與大豆可溶性多糖所形成乳液具有不同的凍融穩定性，400 W超聲處理的大豆分離蛋白與大豆可溶性多糖復合形成乳液，經2 次凍融循環后乳滴聚結程度最小，表現出較好的界面穩定特性。

不同超聲功率處理的大豆分離蛋白與大豆可溶性多糖所形成乳液在等溫結晶過程中SFC增加速率不同，但最終含量相同；結合油脂被乳化量分析不同乳液凍融前后穩定性，表明400 W超聲處理的大豆分離蛋白與大豆可溶性多糖復合形成的乳液經2 次凍融循環后游離油的釋放量最小，表明乳化劑特性、分子結構對乳液穩定性的影響較大。而且適當的超聲功率處理使大豆分離蛋白的空間構象和分子結構發生改變，更多地鍵合大豆可溶性多糖，增加乳液界面膜的厚度，提高乳液的穩定性，防止脂肪結晶和冰晶穿透界面膜，從而發生乳滴的聚結。

超聲處理改變了大豆分離蛋白二級結構的含量和蛋白柔性，400 W超聲處理大豆分離蛋白中無規卷曲的含量最高，無規卷曲的松散結構使蛋白柔性增加，更易發生改變和伸展，進而影響乳液的界面穩定性，說明乳液凍融穩定性與乳液界面層厚度和蛋白結構特性有關。

參考文獻：

[1] JAMBRAK A R, MASON T J, LELAS V, et al. Effect of ultrasound treatment on particle size and molecular weight of whey proteins[J].Journal of Food Engineering, 2014, 121(1): 15-23. DOI:10.1016/j.jfoodeng.2013.08.012.

[2] FLOURY J, DESRUMAUX A, LEGRAND J. Effect of ultra-highpressure homogenization on structure and on rheological properties of soy isolated protein-stabilized emulsions[J]. Journal of Food Science,2002, 67(9): 3388-3395. DOI:10.1111/j.1365-2621.2002.tb09595.x.

[3] KNORR D, HEINZ V, BUCKOW R. High pressure application for food biopolymers[J]. Biochimica et Biophysica Acta Proteins & Proteomics, 2006, 1764(3): 619-631. DOI:10.1016/j.bbapap.2006.01.017.

[4] YANN D, ARNAUD S J, ANNIINA S, et al. Strong improvement of interfacial properties can result from slight structural modifications of proteins: the case of native and dry-heated lysozyme[J]. Langmuir,2011, 27(24): 14947-14957. DOI:10.1021/la203485y.

[5] SUBIRADE M, LOUPIL F, ALLAIN A F, et al. Effect of dynamic high pressure on the secondary structure of β-lactoglobulin and on its conformational properties as determined by Fourier transform infrared spectroscopy[J]. Inter-National Dairy Journal, 1998, 8(2): 135-140.DOI:10.1016/S0958-6946(98)00034-X.

[6] XIA N, WANG J, YANG X, et al. Preparation and characterization of protein from heat-stabilized rice bran using hydrothermal cooking combined with amylase pretreatment[J]. Journal of Food Engineering,2012, 110(1): 95-101. DOI:10.1016/j.jfoodeng.2011.12.004.

[7] XU W, WANG H B, XIANG T. A comparison of gelling properties stability of dry-heating and maillard-type egg white proteins[J].Advanced Materials Research, 2015, 3857: 287-290. DOI:10.4028/www.scientific.net/AMR.1095.287.

[8] 張晉博. 多糖對大豆分離蛋白的修飾及其界面、乳化和凝膠性質的研究[D]. 廣州: 華南理工大學, 2013: 57-87.

[9] MCCLEMENTS D J. Protein-stabilized emulsions[J]. Current Opinion in Colloid and Interface Science, 2004, 9(5): 305-313. DOI:10.1016/j.cocis.2004.09.003.

[10] SANCHEZ C C, PATINO J M R. Interfacial, foaming and emulsifying characteristics of sodium caseinate as influenced by protein concentration in solution[J]. Food Hydrocolloids, 2005, 19(3): 407-416. DOI:10.1016/j.foodhyd.2004.10.007.

[11] GHOSH S, COUPLAND J N. Factors affecting the freeze-thaw stability of emulsions[J]. Food Hydrocolloids, 2008, 22(1): 105-111.DOI:10.1016/j.foodhyd.2007.04.013.

[12] YERRAMILLI M, LONGMORE N, GHOSH S. Improved stabilization of nanoemulsions by partial replacement of sodium caseinate with pea protein isolate[J]. Food Hydrocolloids, 2017, 64:99-111. DOI:10.1016/j.foodhyd.2016.10.027.

[13] ESTEVEZ C A, TORO-VAZQUEZ F J, HARTEL R W. Effects of processing and composition on the crystallization and mechanical properties of water-in-oil emulsions[J]. Journal of the American Oil Chemists Society, 2013, 90(8): 1195-1201. DOI:10.1007/s11746-013-2268-2.

[14] HJORTH J L, WOODLEY J, KIIL S, et al. Mathematical modeling of vegetable-oil crystallization[J]. Technical University of Denmark,2014, 5(9): 191-195.

[15] WOLF W J. Soybean proteins. their functional, chemical, and physical properties[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 1970, 18(6):969-976. DOI:10.1021/jf60172a025.

[16] HU H, WU J, LI-CHAN C Y E, et al. Effects of ultrasound on structural and physical properties of soy isolated protein isolate(SPI) dispersions[J]. Food Hydrocolloids, 2013, 30(2): 647-655.DOI:10.1016/j.foodhyd.2012.08.001.

[17] RAY M, ROUSSEAU D. Stabilization of oil-in-water emulsions using mixtures of denatured soy whey proteins and soluble soybean polysaccharides[J]. Food Research International, 2013, 52(1):298-307. DOI:10.1016/j.foodres.2013.03.008.

[18] TRAN T, ROUSSEAU D. Stabilization of acidic soy proteinbased dispersions and emulsions by soy soluble polysaccharides[J].Food Hydrocolloids, 2013, 30(1): 382-392. DOI:10.1016/j.foodhyd.2012.06.001.

[19] PALAZOLO G G, MITIDIERI F E, WAGNER J R. Relationship between interfacial behaviour of native and denatured soybean isolates and microstructure and coalescence of oil in water emulsions: effect of salt and protein concentration[J]. Food Science and Technology International, 2003, 9(6): 409-419.

[20] SUREWICZ W K, MANTSCH H H. New insight into protein secondary structure from resolution-enhanced infrared spectra[J].Biochim Biophys Acta, 1988, 952(2): 115-130. DOI:10.1016/0167-4838(88)90107-0.

[21] WANG Z J, HAN F F, SUI X N, et al. Effect of ultrasound treatment on the wet heating Maillard reaction between mung bean (Vigna radiate L.) protein isolates and glucose and on structural and physicochemical properties of conjugates[J]. Journal of the Science of Food and Agriculture, 2016, 96(5): 1532-1540. DOI:10.1002/jsfa.7255.

[22] JAMBRAK A R, LELAS V, MASON T J, et al. Physical properties of ultrasound treated soy proteins[J]. Journal of Food Engineering, 2009,93(4): 386-393. DOI:10.1016/j.jfoodeng.2009.02.001.

[23] ROPERS M H, NOVALES B, BOUé F, et al. Polysaccharide/surfactant complexes at the air-water interface-effect of the charge density on interfacial and foaming behaviors[J]. Langmuir, 2008,24(22): 12849-12857. DOI:10.1021/la802357m.

[24] THANASUKARN P, PONGSAWATMANIT R, MCCLEMENTS J D.Influence of emulsifier type on freeze-thaw stability of hydrogenated palm oil-in-water emulsions[J]. Food Hydrocolloids, 2004, 18(6):1033-1043. DOI:10.1016/j.foodhyd.2004.04.010.

[25] PALAZOLO G G, SORGENTINI D A, WAGNER J R. Emulsifying properties and surface behavior of native and denatured whey soy proteins in comparison with other proteins. creaming stability of oilin-water emulsions[J]. Journal of the American Oil Chemists’ Society,2004, 81(7): 625-632. DOI:10.1007/s11746-004-953-0.

[26] GOIBIER L, LECOMTE S, LEAL-CALDERON F, et al. The effect of surfactant crystallization on partial coalescence in O/W emulsions[J].Journal of Colloid and Interface Science, 2017, 500: 304-314.DOI:10.1016/j.jcis.2017.04.021.

[27] MCCLEMENTS D J, DUNGAN S R, GERMAN J B, et al. Droplet size and emulsifier type affect crystallization and melting of hydrocarbon-in-water emulsions[J]. Journal of Food Science, 1993,58(5): 1148-1151. DOI:10.1111/j.1365-2621.1993.tb06135.x.

[28] LI Chen, HUANG Xingjian, PENG Qiang, et al. Physicochemical properties of peanut protein isolate-glucomannan conjugates prepared by ultrasonic treatment[J]. Ultrasonics Sonochemistry, 2014, 21(5):1722-1727. DOI:10.1016/j.ultsonch.2014.03.018.

[29] RUAN Jishou, CHEN Ke, TUSZYNSKI J A, et al. Quantitative analysis of the conservation of the tertiary structure of protein segments[J]. Research in Science Education, 2006, 25(5): 301-315.DOI:10.1007/s10930-006-9016-5.

[30] FAINERMAN V B, LUCASSEN-REYNDERS E H, MILLER R.Description of the adsorption behaviour of proteins at water/fluid interfaces in the framework of a two-dimensional solution model[J].Advances in Colloid & Interface Science, 2003, 106(12): 237-259.DOI:10.1016/S0001-8686(03)00112-X.