苦皮藤愈傷組織誘導體系建立

王鵬 郭文英 王文靜

摘要：以苦皮藤嫩莖、腋芽、幼嫩葉、成熟葉為材料，開展苦皮藤愈傷組織誘導體系建立研究。結果表明：（1）2，4-二氯苯氧乙酸（2，4-D）有利于嫩莖、腋芽和幼嫩葉愈傷組織的誘導，且隨著濃度的升高（0.5 mg/L→2.0 mg/L）誘導率逐漸增大，濃度為MS+2.0 mg/L 2，4-D的激素組合能使嫩莖、腋芽和幼嫩葉產生最大的愈傷組織誘導率，分別為46.5%、66.6%、20.5%。（2）一定濃度水平的萘乙酸（NAA）和激動素（KT）組合，有利于腋芽和幼嫩葉愈傷組織的形成，誘導腋芽產生愈傷組織的最佳激素組合為MS+0.5 mg/L NAA+0.5 mg/L KT，誘導率為15.5%;誘導幼嫩葉產生愈傷組織的最佳激素組合為MS+1.0 mg/L NAA+0.2 mg/L KT，誘導率為18.5%。（3）幼嫩的外植體（嫩莖、嫩葉）較成熟的外植體（嫩莖下端枝條、成熟葉）容易產生愈傷組織。（4）在嫩莖和腋芽作為外植體時，a培養較b培養對外植體的誘導率要高;當葉片作為外植體時，b培養的愈傷組織誘導率要大于a培養。

關鍵詞：苦皮藤;愈傷組織誘導;激素組合;誘導率

中圖分類號： Q943.1 文獻標志碼： A 文章編號：1002-1302（2019）23-0092-04

苦皮藤（Celastrus angulatus Max.）是衛矛科（Celastraceae）南蛇藤屬（Celastrus）植物，主要分布在我國黃河流域和長江流域[1]。據筆者調查，苦皮藤在河南伏牛山區海拔800 m左右的灌木叢中廣泛分布，在海拔超過2 000 m的深山也有分布。苦皮藤自古以來在我國民間就已被使用，利用其根皮經陰干磨制成粉末，用少許施于蔬菜葉面或菜心防治蔬菜害蟲，效果明顯。據吳文君研究，苦皮藤根皮和葉中含有殺蟲的活性物質，其活性成分主要是一大類具有β-二氫沉香呋喃骨架的倍半萜多元醇酯類化合物[2]。這種活性成分對昆蟲具有拒食、麻醉、毒殺的作用。由于這種活性成分來源于植物苦皮藤，能夠快速降解，對人畜低毒[3]，不污染環境，是無公害蔬菜理想的殺蟲藥物。但是，傳統的使用方法要采挖大量的苦皮藤樹根，未免造成植被破壞、水土流失，破壞生態環境。利用植物組織培養的方法，從愈傷組織合成的次生代謝產物中進行提取和應用，國內外皆有成功的案例報道[4-12]，但從苦皮藤植物組織培養的愈傷組織中提取β-二氫沉香呋喃骨架的倍半萜多元醇酯類化合物鮮有報道。因此，利用苦皮藤植物組織培養的方法，開展對苦皮藤愈傷組織誘導研究，為苦皮藤活性成分提取的工廠化生產奠定基礎，對開發利用苦皮藤植物資源具有現實和深遠的意義[12]。

1 材料與方法

1.1 試驗材料

苦皮藤嫩莖、腋芽、幼嫩葉、成熟葉（枝條下部葉片）。

1.2 試驗方法

1.2.1 培養基制作 以MS為基礎培養基，加入不同濃度的萘乙酸（NAA）、2，4-二氯苯氧乙酸（2，4-D）、激動素（KT）和6-芐氨基嘌呤（6-BA），作為不同的處理：

A1-1：MS+0.2 mg/L NAA，A1-2：MS+0.5 mg/L NAA，A1-3：MS+1.0 mg/L NAA;

B1-1：MS+0.5 mg/L 2，4-D，B1-2：MS+1.0 mg/L 2，4-D，B1-3：MS+2.0 mg/L 2，4-D;

C1-1：MS+0.2 mg/L KT， C1-2：MS+0.5 mg/L KT，C1-3：MS+1.0 mg/L KT;

D1-1：MS+0.5 mg/L 6-BA，D1-2：MS+1.0 mg/L 6-BA，D1-3：MS+2.0 mg/L 6-BA;

E1-1：MS+0.2 mg/L NAA+1.0 mg/L KT，E1-2：MS+0.5 mg/L NAA+0.5 mg/L KT，E1-3：MS+1.0 mg/L NAA+0.2 mg/L KT。

1.2.2 材料處理 5月中旬從大田取回正在生長中的1年生枝條，用濕毛巾包裹帶回實驗室。將帶葉片的枝條用流水沖洗干凈，做以下處理：（1）將嫩莖部分剪切成5 cm長的莖段，放入裝有少量蒸餾水的燒杯中待用（編號為Ⅰ號燒杯）;（2）將枝條的腋芽用鋒利的小刀取下，放入盛有少量蒸餾水的燒杯中待用（編號為Ⅱ號燒杯）;（3）將枝條頂部的幼嫩葉帶葉柄剪下，放入盛有少量蒸餾水的燒杯中待用（編號為Ⅲ號燒杯）;（4）將枝條下部的葉（成熟葉）帶葉柄剪下，放入盛有少量蒸餾水的燒杯中待用（編號為Ⅳ號燒杯）。

1.2.3 材料滅菌 在超凈工作臺中將Ⅰ號燒杯中的莖段放入裝有70%乙醇的燒杯中，滅菌10 s，取出用無菌水沖洗3次，每次20～30 s;再將莖段放入裝有0.1% HgCl2的燒杯中浸泡 10 min，每2 min用玻璃棒攪拌1次;0.1% HgCl2滅菌后，用無菌水沖洗3次，每次20～30 s;沖洗后用無菌濾紙吸干水分，放入無菌培養皿中待用。

Ⅱ號燒杯中的腋芽滅菌與上述方法相同;Ⅲ號燒杯中的幼嫩葉和Ⅳ號燒杯中的成熟葉用70%乙醇滅菌5 s，其他均按照上述方法滅菌處理。

1.2.4 接種 嫩莖接種：在無菌培養皿中，將滅菌的嫩莖段用手術刀切去兩端長1～2 mm部分（切去因滅菌造成傷害的部分），剩余部分切成長4～5 mm的莖段（均不帶腋芽，腋芽另做處理）。用鑷子將切好的莖段輕輕插入培養基（A1-1、A1-2、…、E1-2、E1-3）中，深約2 mm，蓋好瓶蓋。每個處理接種20瓶。

腋芽接種：用鑷子將滅菌的腋芽輕輕剝去芽鱗，去掉帶有的少量木質部，芽眼朝上接種于培養基（A1-1、A1-2、…、E1-2、E1-3）的表面。每個處理接種20瓶。

幼嫩葉的接種：將消過毒的嫩葉在培養皿中用剪刀剪成0.5 cm×0.5 cm左右的小葉片，接種于培養基（A1-1、A1-2、…、E1-2、E1-3）的表面;每個處理接種20瓶。

成熟葉片接種：在培養皿中將滅菌的葉片用剪刀剪成 0.5 cm×0.5 cm左右的小葉片，接種于培養基（A1-1、A1-2、…、E1-2、E1-3）的表面。每個處理接種20瓶。

1.2.5 培養 采用a培養和b培養2種培養方法。a培養：按種后，將幼嫩莖、腋芽、幼嫩葉、成熟葉4種器官的不同處理各拿出10瓶，放入人工智能氣候培養箱中，1 d內設置不同時段的培養時間、光照度、溫度、濕度進行培養：2 h、500 lx、18 ℃、85%;2 h、1 000 lx、20 ℃、85%;8 h、1 500 lx、25 ℃、85%;2 h、1 000 lx、20 ℃、85%;2 h、500 lx、18 ℃、85%;8 h、0 lx、15 ℃、85%。每天如此循環。

b培養：將各處理剩下的10瓶直接放在培養架上，采用自然氣候培養。待有愈傷組織生成后再放入培養箱中培養，1 d 內設置不同時段的培養時間、光照度、溫度、濕度：2 h、500 lx、18 ℃、85%;2 h、1 000 lx、20 ℃、85%;8 h、1 500 lx、25 ℃、85%;2 h、1 000 lx、20 ℃、85%;2 h、500 lx、18 ℃、85%;8 h、0 lx、15 ℃、85%。每天如此循環。

2 結果與分析

2.1 苦皮藤嫩莖愈傷組織誘導

在培養7 d后調查a培養時發現，有3/10的莖段出現不同程度的褐化現象，為了避免褐化程度加重，將所有處理的莖段轉接到與之相同處理的新培養基中。經過15 d的培養，還有3/10的莖段有褐化現象產生，為防止褐化的發展，再次將所有莖段轉接到與之相同處理的新的培養基中，以后個別發生褐化，按照同樣的方法轉接。經30、45、60 d誘導培養后，調查結果如表1所示。

b培養在前7 d沒有發現褐化，15 d時有2/10瓶產生褐化，為防止褐化的發展，按上述方法進行轉接。經30、45、60 d誘導培養后，調查結果如表1所示。

由表1可以看出，A1-1、C1-1、C1-2、C1-3、D1-1、D1-2、D1-3、E1-1 8種處理在30～60 d的a、b 2種培養中都沒有愈傷組織生成。A1-2、A1-3、E1-2、E1-3 4種處理在a培養 60 d 時才有少部分莖段生成愈傷組織，誘導率分別為1.2%、12%、2.5%、4.8%，生成愈傷組織的部位均在莖的頂端;在b培養中，A1-2、A1-3、E1-2、E1-3 4種處理只有E1-3在培養 60 d 后有少量愈傷組織生成，誘導率為1.4%，A1-2、A1-3、E1-2 3種處理均無愈傷組織產生。

從表1還可以看出，產生愈傷組織效果比較明顯的是B1-1、B1-2、B1-3處理。處理B1-1在a培養45 d時有少量愈傷組織生成，60 d時誘導率達到4.8%，但在b培養中60 d時誘導率只有2.2%;B1-2、B1-3處理在a培養的15 d就有少量愈傷組織生成，30 d時分別達到2.2%、6.4%，45 d時誘導率分別達到8.6%、14.5%，60 d時誘導率分別達24.5%、46.5%;但在b培養中，B1-1處理在60 d時誘導率只有2.2%，B1-2、B1-3處理45 d時誘導率分別達到4.4%、5.2%，60 d時分別達 7.6%、12.5%。

注：誘導率為生成愈傷組織器官個數占該處理接種器官個數的百分比;處理A1-1、C1-1、C1-2、C1-3、D1-1、D1-2、D1-3、E1-1因60 d內a培養、b培養2種培養方法均沒有誘導出愈傷組織而在表中省略。以下凡是在60 d調查時無愈傷組織生成的均省略。

綜上所述，可得出如下結論：（1）低濃度的NAA不能誘導嫩莖愈傷組織產生，隨著NAA濃度的升高有少量愈傷組織被誘導;0.2～1.0 mg/L KT、0.5～2.0 mg/L 6-BA和 0.2 mg/L NAA+1.0 mg/L KT組合均不能誘導嫩莖愈傷組織生成;2，4-D有利于嫩莖愈傷組織的誘導，且隨著濃度的升高誘導率逐漸增大;（2）產生愈傷組織的部位均在嫩莖的頂端，發生褐化的嫩莖則無愈傷組織生成;（3）a培養較b培養容易產生愈傷組織。

2.2 苦皮藤腋芽愈傷組織誘導

腋芽培養7 d時進行觀察，少部分帶有皮層的腋芽的周圍培養基有變褐的現象，為了防止褐化的蔓延，及時進行轉接，并切除皮層部分。經過30、45、60 d的培養，結果如表2所示。

從表2可以看出，a培養在培養30 d時，B1-2和B1-3處理有愈傷組織生成，誘導率分別為12.5%、18.0%;培養45 d時，處理A1-2、A1-3、B1-1、B1-2、B1-3、E1-2、E1-3均有愈傷組織生成，B1-2、B1-3處理誘導率較高，分別為22.4%、36.1%;當培養到60 d時，除C1-1、D1-1、D1-2、D1-3處理仍沒有愈傷組織產生外，其他處理均有愈傷組織產生，以處理B1-3誘導率最高，為66.6%，處理B1-2次之，為41.8%，其次是E1-2、E1-3、B1-1、A1-2、A1-3，誘導率分別為15.5%、14.6%、14.5%、12.4%、11.8%。結果表明，a培養中，B1-3激素水平MS+2.0 mg/L 2，4-D最有利于愈傷組織形成，其次是B1-2的 MS+1.0 mg/L 2，4-D的激素水平。

在b培養中，除了C1-1、C1-2、C1-3、D1-1、D1-2、D1-3處理在培養60 d時仍沒有愈傷組織生成外， 其他處理均有愈傷組織生成，其中B1-2、B1-3處理效果較佳，在誘導30 d時就分別有6.5%、7.2%的愈傷組織生成，60 d時愈傷組織的誘導率分別達22.5%、29.8%。其次是A1-2、A1-3、B1-1、E1-2、E1-3處理，在培養45 d時都有不同比例的愈傷組織生成，在培養60 d時以E1-2、E1-3、B1-1處理的誘導率較高，分別為 11.5%、10.0%、9.5%。結果表明，b培養中，B1-2、B1-3處理的激素組合有利于腋芽愈傷組織的產生，但誘導率低于a培養。

通過對沒有產生愈傷組織的腋芽的觀察發現，大部分腋芽都有膨大的現象。對膨大的芽和產生愈傷組織的芽的解剖來看，膨大的芽芽鱗光亮、圓渾，芽內的幼葉發生皺褶和肥厚，生長點增厚;產生愈傷組織的芽起初也是芽鱗先膨大，愈傷組織產生的位置是幼葉的邊緣，生長點處只是出現不規則的增厚。

2.3 苦皮藤幼嫩葉片愈傷組織誘導

當把嫩葉接入培養基后，a培養3 d就有葉片開始發褐，7 d 已經有2/10的葉片邊緣發生淺褐色，部分葉片周圍的培養基變為褐色。將有培養基變為褐色的葉片轉接到同樣處理的新培養基中，以防褐化繼續蔓延。b培養中，到培養15 d時有1/10的葉片逐漸變褐，也將有葉片周圍培養基變為褐色的葉片轉接到同樣處理的新的培養基中。以后遇到同樣的情況，均照此方法處理，減少褐化的發生。經過30、45、60 d的觀察，結果如表3所示。

所有葉片在培養到30 d時，均沒有愈傷組織生成。30 d后只有個別處理才陸續生成愈傷組織，且產生愈傷組織的部位少部分在皺縮增厚的葉片邊緣，大部分在葉片的主脈位置。從表3可以看出，在培養到45 d時，2種培養方法的B1-2、B1-3、E1-2、E1-3 4個處理均有愈傷組織生成，a培養的B1-2、B1-3、E1-2、E1-3處理的誘導率分別為5.2%、8.8%、4.5%、8.4%，相比之下，B1-3處理和E1-3處理的誘導率高于其他2個處理;b培養在45 d觀察時，B1-2、B1-3、E1-2、E1-3處理的誘導率分別為12.6%、18.9%、12.5%、13.8%，相比之下B1-3處理的誘導率最高。在培養到60 d時，a培養的B1-2、B1-3、E1-2、E1-3處理的誘導率分別為8.4%、12.2%、5.6%、10.4%，4種處理在b培養的條件下誘導率分別為14.2%、20.5%、16.2%、18.5%，相比之下b培養的B1-3處理誘導率最高。綜上所述，B1-3的激素組合（2.0 mg/L 2，4-D）與E1-3的激素組合（1.0 mg/L NAA+0.2 mg/L KT）均有利于嫩葉愈傷組織的形成;在相同的培養時間內，b培養的誘導率總是大于a培養的誘導率，可能原因是a培養的光照度大于b培養，在培養前期光照度越大，越不利于愈傷組織的生成;即使最佳激素組合愈傷組織的誘導率也不高（最高為20.5%），這可能與大部分葉片愈傷組織形成的部位只在中脈處有關。

2.4 苦皮藤成熟葉愈傷組織誘導

當把成熟葉接入培養基后發現，培養3 d就開始有葉片變褐，由葉片的邊緣逐漸向內部延伸，采用轉接的方法盡量減緩褐化的進度。經30、45、60 d培養，不同處理和不同的培養方法對成熟葉愈傷組織的影響情況如表4所示。

由表4可以看出，對愈傷組織的誘導只有B1-2、B1-3、E1-2、E1-3 4個處理才有，且在30 d前沒有任何愈傷組織產生。在45 d觀察時，不同處理在a、b 2種培養條件下的誘導率明顯不同，B1-2處理的誘導率分別為2.5%、4.3%，B1-3處理的誘導率分別為3.2%、6.6%，E1-2和E1-3處理的誘導率分別為1.2%、2.5%和2.6%、4.8%，顯而易見，b培養的誘導率要大于a培養。在60 d觀察時，不同處理在a、b 2種培養條件下的誘導率也不同，b培養的誘導率大于a培養。結果表明：（1）對成熟葉的誘導，前期培養光照度和溫度的不同，會影響到誘導率，光照度過大、溫度過高會降低葉片愈傷組織的誘導率;（2）愈傷組織產生的時間都在30 d后，產生的部位為葉的中脈位置，開始時生成白色的愈傷組織顆粒，后逐漸加大;（3）成熟葉片的愈傷組織誘導率小于幼嫩葉片的愈傷組織誘導率。

觀察中發現，30 d時，有的葉片從外觀上看已經呈現褐色，但到45 d觀察時又在葉脈處產生了愈傷組織，45 d觀察時依然沒有產生愈傷組織的變褐葉片，在60 d觀察時居然又在葉脈處生成了愈傷組織，說明葉片呈現褐色不代表葉片中脈的細胞死亡，因此要耐心等待。

3 討論與結論

外植體不同，產生愈傷組織的能力和部位不同。幼嫩的外植體（嫩莖、嫩葉）較成熟的外植體（嫩莖下端枝條、成熟葉）容易產生愈傷組織。腋芽（最高66.6%）較嫩莖（最高46.5%）對愈傷組織的誘導率要高。葉片產生愈傷組織的部位大部分在葉的中脈和中脈兩側位置，嫩莖產生愈傷組織的部位在莖的頂端。這種現象除了與外植體內外激素有關外，還可能與器官的內部組織結構有關。根據植物莖器官的結構，在木質部和韌皮部之間的形成層細胞具有較強的細胞分裂能力[13]，因此靠近嫩莖頂端的組織因分化程度低極易產生愈傷組織。葉脈的主脈結構也是由木質部和韌皮部組成[14]，形成層細胞也具有較強的活力，也是容易生成愈傷組織的部位。芽是由幼葉、葉原基和生長點組成，從結構組成來看還處于原生結構和初生結構階段，其細胞也具有較強的分裂能力[15]，也是易形成愈傷組織的部位。對于成熟的器官來說，活細胞在激素的誘導下才能脫分化恢復分裂能力，因此要形成愈傷組織需要經過誘導期、分裂期這樣一個過程[16]。

培養條件不同，產生愈傷組織的能力不同。在嫩莖和腋芽作為外植體時，a培養較b培養對外植體的誘導率要高。當葉片作為外植體時，b培養的愈傷組織誘導率要大于a培養。培養條件除了激素水平外，還有溫度、光照度、濕度等因素[17]。a培養是在培養箱中進行，溫度、光照度、濕度的大小和時間是人工設置的，有固定的規律性變化，這種條件使組織結構比較完整、保護組織比較發達的嫩莖和腋芽容易產生愈傷組織。b培養前期的培養溫度、光照度、濕度沒有相對規律性的變化，尤其是室內光照度在0～550 lx之間，濕度更低。從比較分析來看，強光照比弱光照容易使組織褐化，不利于愈傷組織的誘導[18]。葉的組織結構簡單，保護組織不夠發達，對光照敏感，較強的光照易使其褐化[18]。因此，a培養較b培養容易使嫩莖和腋芽產生愈傷組織;b培養較a培養容易使葉片產生愈傷組織。

不同的激素水平，對愈傷組織的誘導差異明顯[19-20]。研究表明，生長素2，4-D在多數情況下都能成功地誘導愈傷組織[21]，在本試驗中，2，4-D有利于嫩莖和腋芽愈傷組織的誘導，且隨著濃度的升高誘導率逐漸增大，最大誘導率濃度為MS+2.0 mg/L 2，4-D;如果2，4-D的濃度大于2.0 mg/L，是否還能增大誘導率，有待于下一步的研究。NAA作為常用的生長素，如果像2，4-D一樣單獨使用，不能誘導出葉的愈傷組織，在嫩莖和腋芽作為外植體時，只有部分能夠誘導出愈傷組織，這與對小麥胚的愈傷組織誘導的研究結果[22]相吻合。KT和6-BA都是常用的細胞分裂素，但兩者單獨使用也不能誘導出愈傷組織（處理C：MS+0.2→1.0 mg/L KT，處理D：MS+0.5→2.0 mg/L 6-BA），無論是嫩莖、腋芽還是葉都是這樣。試驗表明，一定濃度水平的NAA和KT組合，有利于腋芽愈傷組織的形成，本試驗的最佳激素組合和水平是MS+0.5 mg/L NAA+0.5 mg/L KT。有利于誘導葉產生愈傷組織的最佳激素組合和水平是MS+2.0 mg/L 2，4-D和 MS+1.0 mg/L NAA+0.2 mg/L KT。參考文獻：

[1]中國科學院《中國植物志》編輯委員會.中國植物志[M]. 北京：科學出版社，2004.

[2]吳文君. 植物殺蟲劑苦皮藤素研究與應用[M]. 北京：化學工業出版社，2011.

[3]Yin W P，Zhao T Z，Fu J G. Chinese bittersweet alkaloid Ⅲ，a new compound from Celastrus angulatus[J]. Journal of Asian Natural Products Research，2001，3（3）：183-189.

[4]李 琰，馮俊濤，王永宏，等. 培養基及培養條件對雷公藤愈傷組織生長和次生代謝產物含量的影響[J]. 林業科學，2010，46（5）：64-69.

[5]唐建軍，項田夫，張祿源，等. 植物次生代謝、離體培養條件下次生代謝物積累及其調控研究進展[J]. 中國野生植物資源，1998，17（4）：1-6.

[6]孔祥海. 植物次生代謝物的細胞培養技術研究進展[J]. 龍巖學院學報，2005，23（6）：60-63，76.

[7]呂春茂，范海延，姜 河，等. 植物細胞培養技術合成次生代謝物質研究進展[J]. 云南農業大學學報，2007，22（1）：1-7.

[8]谷榮輝，洪利亞，龍春林. 植物細胞培養生產次生代謝物的途徑[J]. 植物生理學報，2013，49（9）：869-881.

[9]劉進平，吳佳靜，黃艷麗，等. 海南粗榧外植體滅菌與愈傷組織誘導[J]. 熱帶農業科技，2010，33（1）：39-41.

[10]謝植干. 殺蟲植物鴉膽子組織培養和生物活性的初步研究[D]. 南寧：廣西大學，2008.

[11]白雪芳，王靖楣，卜宗式，等. 三尖杉懸浮細胞的培養及抗癌生物堿的產生[J]. 中國生化藥物雜志，1999，20（3）：139-142.

[12]王 鵬，王文靜，黃 杰. 苦皮藤植物組織培養研究現狀與前景展望[J]. 現代牧業，2017，1（4）：33-38.

[13]錢 雪. 2種丁香屬植物營養器官解剖結構及生理指標研究[D]. 長春：吉林農業大學，2017.

[14]謝兆森，杜鴻儒，李建寶，等. 組織透明法觀察葡萄葉片生長過程中氣孔與葉脈形態結構特征變化[J]. 植物生理學報，2018，54（2）：237-246.

[15]張俊苗，李文勝，史 進. 短枝條紅型“紅富士”蘋果芽變的葉片解剖結構及其抗旱性研究[J]. 北方園藝，2016（18）：22-25.

[16]吳麗芳，魏曉梅，應倩倩，等. 不同生長調節劑對白刺花葉片愈傷組織誘導質量分析[J]. 北方園藝，2018，409（10）：63-69.

[17]過 聰，張慶華，向發云，等. 非洲菊嫩葉愈傷組織誘導和增殖因素研究[J]. 湖北農業科學，2017，56（23）：4545-4548.

[18]呂永平，陳 志，李坤峰，等. 光照環境對大花月季組織培養的影響[J]. 浙江農業學報，2017，29（8）：1297-1304.

[19]賈 茸，朱永平，江 周，等. 洋桔梗小孢子培養胚性愈傷組織誘導[J]. 江蘇農業科學，2017，45（14）：39-42.

[20]劉義存，黃天啟，林順權. 枇杷屬若干野生種葉片愈傷組織誘導和再分化[J]. 江蘇農業科學，2018，46（5）：32-35.

[21]李俊明，朱登云. 植物組織培養教程[M]. 北京：中國農業大學出版社，2005.

[22]王晶晶. 小麥幼胚及成熟胚愈傷組織分化和繼代分化的影響因素研究[D]. 楊凌：西北農林科技大學，2016.

收稿日期：2018-09-08

基金項目：河南省科技攻關項目（編號：172102110040）。

作者簡介：王 鵬（1967—），男，河南南召人，碩士，副教授，主要從事園林植物栽培與養護、植物與植物生理教學與科研工作。E-mail：zzmz_w@126.com。

通信作者：王文靜，碩士，教授，主要從事生物化學、植物生理的教學與科研工作。E-mail：wwj70@126.com。