糊化處理對藜麥淀粉形態、結構及熱特性的影響

孔 露,孔茂竹,余佳熹,陳德長,黃 銳,呂遠平,*

(1.四川大學輕紡與食品學院,四川成都 610065;2.四川省旌晶食品有限公司,四川德陽 618000)

藜麥(ChenopodiumquinoaWilld)原產于南美洲,屬莧科(Amaranthaceae)藜亞科(Chenopodiaceae)藜屬(ChenopodiumL.)[1]。因含有豐富的營養成分,比例均衡的氨基酸種類、膳食纖維、礦物質和維生素,被稱為“全能食物”[2-3]。藜麥中淀粉含量約為50%～60%[4],從藜麥中提取的淀粉顆粒可被用作乳液穩定顆粒、淀粉膜等,可應用于食品、化妝品、藥物配方等領域,應用前景廣泛[5-6]。但由于淀粉具有不溶于冷水,糊化溫度較高等特性[7],因此對淀粉進行熱處理后可以改善淀粉的加工特性。

糊化處理是指在一定溫度下,淀粉顆粒吸水膨脹、體積增大、淀粉顆粒破裂,成為黏稠狀膠體溶液的過程[8]。經糊化處理后的淀粉可應用于速凍食品、凝膠、可食用涂層中[9]。目前對淀粉熱處理的研究主要集中于濕熱處理,即低水分含量(10%～30%)和溫度范圍在高于玻璃化轉變溫度但低于糊化溫度的熱處理,淀粉分子的結構未破環[10-11],糊化處理對淀粉顆粒的影響不同于濕熱處理,但目前關于糊化處理對淀粉形態、結構影響的研究還較少。目前針對藜麥淀粉的研究方向主要是淀粉的提取[11-12]以及改性研究[13-14],藜麥淀粉的糊化研究還未見報道。本文的創新點在于采用堿性蛋白酶提取藜麥淀粉,探究其在高溫、高水分含量的糊化處理條件下其淀粉形態、結構及熱特性的變化,填補藜麥淀粉在糊化處理條件下物化性質變化的研究空白。

因此,本文用堿性蛋白酶提取青海高原白藜麥(WC)、紅藜麥(RC)和黑藜麥(BC),制得三種藜麥淀粉(WCS、RCS、BCS),將淀粉進行高溫高水分的糊化處理,即得糊化白藜麥淀粉(GT-WCS)、糊化紅藜麥淀粉(GT-RCS)和糊化黑藜麥淀粉(GT-BCS),比較糊化前后淀粉顆粒形態、大小、結構及熱特性的變化,為藜麥淀粉進一步地開發利用提供理論基礎。

1 材料與方法

1.1 材料與儀器

白藜麥、紅藜麥、黑藜麥 青海綠洲種業有限公司;玉米直鏈淀粉、玉米支鏈淀粉標準品 上海源葉生物科技有限公司;堿性蛋白酶(100000 U/g) 浙江綠之源食品生物科技有限公司;高峰α-淀粉酶(100 U/mg) 安徽酷爾生物工程有限公司;無水乙醚、無水乙醇、氫氧化鈉、冰乙酸、碘化鉀、碘、溴化鉀、可溶性淀粉、硫酸銅、亞甲藍、酒石酸鉀鈉、亞鐵氰化鉀 均為分析純,成都科龍化工試劑廠。

HWS-26型電熱恒溫水浴鍋 上海齊傾科學儀器有限公司;FW型中草藥粉碎機 天津市泰斯特儀器有限公司;UV-1800BPC型紫外分光光度計 上海美譜達儀器有限公司;SZF-06型粗脂肪測定儀 上海新家儀器有限公司;GZX-GF101-Z-BS型電熱恒溫鼓風干燥箱 上海躍進醫療器械有限公司;SQP型分析天平 北京賽多利斯科學儀器有限公司;TD-420型臺式低速離心機 四川蜀科儀器有限公司;TGA-8000型差示掃描量熱儀 美國Perkin-Elmer公司;EMPYREAN型X射線衍射儀 荷蘭Panalytical公司;JSM-7500F型掃描電鏡 日本JEOL公司;Nicolect-6700型傅里葉變換紅外光譜儀 美國Nicolet公司;LA-300型激光粒度分析儀 日本HORIBA公司。

1.2 試驗方法

1.2.1 淀粉含量測定 參考國標GB/T 5009.9-2016的酶水解法測定總淀粉含量;參考國標GB/T 15683-2008測定直鏈淀粉含量。

1.2.2 藜麥淀粉制備 三種藜麥原料(白藜麥、紅藜麥、黑藜麥)用中草藥粉碎機粉碎,過80目篩。取過篩藜麥粉,參考國標GB/T 5009.6-2016索氏抽提法除去脂肪,再用85%的乙醇除去可溶性糖。取脫脂脫糖后的藜麥粉,加入0.6%的堿性蛋白酶,按照料液比1∶12 g/mL加入pH9.0 0.01 mmol/L NaOH溶液(0.01 mmol/L)。將藜麥漿液放置于40 ℃的恒溫水浴鍋中酶解120 min,將酶解后的藜麥漿液進行離心(4000 r/min)10 min,離心溫度為20 ℃,棄去上清液,用蒸餾水洗滌沉淀,于20 ℃下離心(4000 r/min)10 min,重復3次。將沉淀物于40 ℃烘箱中干燥,干燥至前后兩次質量差不超過2 mg,干燥后過200目篩即得藜麥淀粉。

1.2.3 糊化藜麥淀粉的制備 將提取的藜麥淀粉于沸水浴中加熱30 min,取出冷卻后以4000 r/min的速度于20 ℃下離心10 min,棄去上清液,用蒸餾水洗滌沉淀,于20 ℃下離心(4000 r/min)10 min,重復3次。將沉淀物于40 ℃烘箱中干燥,干燥至前后兩次質量差不超過2 mg,干燥后過200目篩備用,即得糊化藜麥淀粉。

1.2.4 顆粒形態觀察 用雙面膠粘取少量藜麥淀粉與糊化藜麥淀粉,以藜麥淀粉與糊化藜麥淀粉剛好鋪滿雙面膠表面為準,將雙面膠固定在樣品臺上,樣品室放氣,將準備好的樣品放入樣品室,抽真空,當真空度低于5×10-4kPa時,設定好加速電壓15 kV、工作距離不能小于8 mm,將樣品進行噴金處理,將掃描電子顯微鏡調到合適的倍數觀察淀粉顆粒的形態。

1.2.5 顆粒粒徑分析 藜麥淀粉的粒度分析采用干法測試,用空氣充當分散介質。具體設置參數為:樣品濃度34%,介質折射率1,樣品折射率1.51。記錄D(10)、D(50)、D(90)、D(97)、體積平均粒徑D(4,3)、面積平均粒徑D(3,2)、比表面積(表面積/體積)的值。粒度分析是將樣品等同于近球形來測定的[15],其中D(10)、D(50)、D(90)、D(97)分別表示小于此粒徑的顆粒體積含量占全部顆粒的10%、50%、90%、97%。體積平均粒徑D(4,3)是粒徑對體積的加權平均,面積平均粒徑D(3,2)是粒徑對表面積的加權平均,比表面積是單位體積顆粒的表面積。

1.2.6 晶體特性測定 用X射線衍射儀分別測定藜麥淀粉與糊化藜麥淀粉的晶體特性并計算結晶度。測試條件為:發散狹縫固定0.76 mm,陽極材料Cu,K-AlPa1波長1.540598 ?,K-AlPa2波長1.544426 ?,管壓40 kV,管流35 mA,掃描范圍2θ為5～40°,掃描步長為0.026°。

1.2.7 分子結構分析 將藜麥淀粉及糊化后的淀粉過200目篩,與溴化鉀一同在紅外燈下研磨,用傅里葉紅外光譜儀測定淀粉分子與糊化后淀粉分子的結構。主要性能指標為:掃描范圍400～4000 cm-1,最高分辨率0.09 cm-1,掃描次數32次,分辨率4 cm-1,信噪比:優于5000∶1。

1.2.8 糊化熱特性測定 分別取藜麥原粉與藜麥淀粉2.0 mg,以料液比1∶3 g/mL向坩堝中加入超純水,混合均勻,于冰箱中平衡放置過夜,取出待用。設置DSC升溫程序:升溫速率5 ℃/min,升溫范圍為20～100 ℃,氮氣氣體流量為20 mL/min。以空白坩堝為對照,記錄糊化起始溫度(To)、終止溫度(Tc)、峰值溫度(Tp)、糊化焓(ΔH),計算峰高指數(PHI)=ΔH/(Tp-To)以及糊化范圍R=2×(Tp-To)[16]。

1.3 數據處理

采用Origin 8.5軟件處理試驗數據。光譜處理采用OMNIC軟件進行數據處理,所有光譜都已扣除溴化鉀的背景光譜,并進行自動基線校準、曲線平滑和歸一化等處理。Jade6.5軟件處理X射線衍射數據。

2 結果與分析

2.1 直鏈、支鏈淀粉含量

直鏈淀粉和支鏈淀粉的比例會影響淀粉的糊化、凝膠化、黏稠度、溶解度、膨脹能力、消化性和抗性等性質[17]。藜麥原粉及藜麥淀粉中直鏈、支鏈淀粉含量見表1。由表1可知,不同品種藜麥其淀粉含量、比例均有所不同,總體上藜麥原粉和淀粉中支鏈淀粉含量比直鏈淀粉高,藜麥原粉中白藜麥原粉支鏈淀粉含量最高,為34.11%,紅藜麥原粉支鏈淀粉含量最低,為29.00%。藜麥淀粉中白藜麥淀粉支鏈淀粉含量最高,為58.80%,紅藜麥淀粉中支鏈淀粉含量最低,為47.72%。直鏈與支鏈淀粉的含量影響淀粉糊化吸熱,且支鏈淀粉含量越高,解開支鏈淀粉雙螺旋結構所需溫度也越高。

表1 藜麥直鏈、支鏈淀粉含量Table 1 Amylose and amylopectin content of Chenopodium quinoa

2.2 淀粉糊化前后形態分析

用掃描電鏡觀察不同藜麥淀粉及其糊化淀粉顆粒的表面形態特征,結果見圖1。從圖1中可以看出三種藜麥淀粉的顆粒大小均為1～2 μm,淀粉顆粒呈近球形,與文獻[18-19]報導一致。顆粒表面光滑無損壞,可見堿性蛋白酶酶解過程未對淀粉顆粒造成不良影響。糊化過后的藜麥淀粉顆粒均變大,且淀粉顆粒由近球形轉變為不規則形,這可能是由于淀粉無定形區的α-1,6糖苷鍵在熱能和吸水溶脹的相互作用下結構變得松散,小分子淀粉發生鏈與鏈的交聯,形成更大的結構[20]。同時三種淀粉顆粒表面出現破損和凹坑,有附著物和破碎微粒,這些附著物可能是淀粉碎片、脂類或淀粉蛋白復合物。與濕熱處理相比[21],糊化處理后的淀粉分子結構破壞程度更高。由掃描電鏡圖可知,藜麥淀粉的顆粒較小(1～2 μm),遠小于市面所售的小麥淀粉(9～10 μm)、玉米淀粉(9～11 μm)、土豆淀粉(10～20 μm)等常見的淀粉[22]。小顆粒淀粉具有良好的凍融穩定性、流動性、填充性和反應活性,因此藜麥淀粉在脂肪替代物、生物可降解材料、化妝品粉撲等領域有廣泛的應用前景[23]。

圖1 藜麥淀粉糊化前后顆粒形態分析Fig.1 Analysis of particle morphology before and after gelatinization of Chenopodium quinoa starch注:WCS、RCS、BCS電鏡放大倍數為5000倍,GT-WCS、GT-RCS、GT-BCS電鏡放大倍數為500倍。

2.3 淀粉顆粒粒度分析

不同藜麥淀粉糊化前后的粒徑分布見表2,藜麥淀粉粒徑主要分布在1～100 μm區間,糊化淀粉粒徑主要分布于10～200 μm區間。從表2中可以看出淀粉粒徑與體積平均粒徑、面積平均粒徑呈正相關,與比表面積呈負相關。其中D(10)數值更接近于單個淀粉顆粒粒徑,D(50)、D(90)、D(97)數值較大,可能是由于淀粉顆粒緊密集中,導致粒徑變大。

表2 藜麥淀粉糊化前后粒度分析Table 2 Grain size analysis before and after gelatinization of Chenopodium quinoa starch

表2中黑藜麥淀粉的粒徑、體積平均粒徑、面積平均粒徑均大于白、紅藜麥淀粉。糊化后的藜麥淀粉粒度顯著增大,糊化黑藜麥淀粉粒徑也大于其他兩種糊化淀粉。

2.4 淀粉糊化前后晶體結構分析

藜麥淀粉和糊化淀粉的XRD圖像及晶體特征見圖2及表3。由于淀粉顆粒中包含著微晶區域和無定型區域兩種結構,故天然淀粉可由XRD射線衍射圖得出微晶區域的晶體類型[24-25]。淀粉晶體類型分為A、B、C型三大類,A型晶體的淀粉主要分布于谷物中,如小麥、稻米等作物;B型晶體的淀粉主要分布于根莖中,如:馬鈴薯等作物;C型晶體的淀粉主要分布于一些豆類作物中。其中A型晶體的衍射峰出現在15°、17°、18°、23°附近,由圖2可知,藜麥淀粉屬于典型的A型晶體結構。表3中不同種類的淀粉其結晶度有所不同,結晶峰的強度也不同。其中白藜麥淀粉結晶度最高,為38.46%,紅藜麥淀粉結晶度最低,為33.14%。黑藜麥淀粉的結晶峰強度最大,表明黑藜麥淀粉雙螺旋結構強度最大。經糊化處理后,三種淀粉的A型晶體結構消失,只剩單峰,糊化紅藜麥淀粉與糊化黑藜麥淀粉單峰強度相差不大,糊化白藜麥淀粉峰強度最低,這可能是由于白藜麥淀粉中支鏈淀粉含量最高,支鏈淀粉所形成的雙螺旋結構結晶區最大,受到的破壞也最大。結晶度主要受溫度、濃度、淀粉鏈長度的影響,糊化后晶體結構消失可能是由于溫度過高,結晶區域由定型態轉為不定型態,同時晶體也會受到過多水分的影響而發生部分微晶溶解,使得微晶體中部分晶體變為無定型狀態,從而導致晶體結構消失或結晶度下降[26]。

表3 藜麥淀粉晶體特征Table 3 Crystal characteristics of Chenopodium quinoa starch

圖2 藜麥淀粉糊化前后XRD衍射圖Fig.2 XRD diffraction pattern before and after gelatinization of Chenopodium quinoa starch

2.5 淀粉糊化前后結構分析

圖3為藜麥淀粉糊化前后的傅里葉紅外光譜圖,表4為藜麥淀粉結構分析特征峰表。從圖3中可以看出糊化處理對藜麥淀粉分子結構沒有損壞,鍵與鍵的連接沒有斷裂。透過率反映樣品對紅外光的吸收程度,透過越高,說明該波數處樣品的吸收越低。圖3表現為三種糊化淀粉透過率增加,其中糊化紅藜麥淀粉和糊化黑藜麥淀粉透過率高于糊化白藜麥淀粉,可能是由于糊化處理后,結晶區被高溫和吸水溶脹作用破壞或無定形區結構增加導致樣品對紅外光的吸收降低。紅外圖譜(圖2)與X射線衍射圖譜(圖3)比較可知,糊化處理破壞了連接淀粉雙螺旋結構的氫鍵,導致藜麥淀粉結晶區被破壞,A型晶體結構消失,但無法破壞淀粉之間的鍵與鍵的連接,說明可以通過紅外光譜與XRD衍射聯用來分析淀粉結晶區與非結晶區域變化關系。

圖3 藜麥淀粉糊化前后傅里葉紅外光譜圖Fig.3 Fourier infrared spectroscopy before and after gelatinization of Chenopodium quinoa starch

表4為藜麥淀粉、糊化藜麥淀粉在紅外下的吸收峰值以及相應的分子鍵振動方式,與標準峰值相比,三種藜麥淀粉、糊化藜麥淀粉的峰值大小均有細微差別但總體上與標準峰值保持一致。淀粉樣品在 3399.85 cm-1處的峰反映水的OH鍵在紅外光譜下的吸收情況,859.85 cm-1處有指示淀粉的D-吡喃葡萄糖的α型振動吸收峰,三種藜麥淀粉的吸收峰波長分別為861.29、859.56、856.28 cm-1,糊化藜麥淀粉此處的吸收峰波長為862.82、858.36、859.62 cm-1,糊化前后吸收峰的波長變化在859.85 cm-1處周圍浮動。由于淀粉中含有多羥基醛,故1641.41 cm-1反映淀粉的醛基伸縮振動,1080.61和928.40 cm-1附近的峰能反映伯羥吡喃糖環C-O-H伸縮振動和α-1,4糖苷鍵(C-O-C)的骨架振動。糊化前后藜麥淀粉吸收波長變化不大,但透過率有所增加,可能由于糊化處理對淀粉的雙螺旋結構有重新定位的作用或對一些連接相鄰雙螺旋的氫鍵存在破壞作用,導致對紅外光吸收降低。

表4 藜麥淀粉結構分析Table 4 Structure analysis of Chenopodium quinoa starch

2.6 淀粉分子熱特性

藜麥原粉與藜麥淀粉的熱特性見表5,以可溶性淀粉為參照物,可知藜麥原粉和藜麥淀粉的糊化晗均低于可溶性淀粉,這可能是由于原粉和淀粉中含有的非淀粉成分,如:蛋白質、脂質、鹽等,影響淀粉糊化吸熱[28]。藜麥淀粉的糊化起始溫度、終止溫度、峰值溫度都比原粉高,糊化晗比文獻報道的略低[29-30]。淀粉糊化的過程實際上是淀粉結晶區域的溶解,其中包括直鏈淀粉的浸出、結晶區域支鏈淀粉雙螺旋結構的斷裂和分解[31]。有研究發現在玉米淀粉中由于直鏈淀粉含量不同而導致淀粉的結構特征改變,引起熱力學性質的變化,糊化溫度隨著支鏈淀粉的增加而呈現上升的趨勢[32]。說明糊化溫度與淀粉直鏈/支鏈淀粉含量有關且支鏈淀粉含量越高,解淀粉分子雙螺旋結構需要的溫度就越高。表1中白藜麥淀粉和黑藜麥支鏈淀粉含量均高于紅藜麥淀粉,故白藜麥與黑藜麥淀粉糊化起始溫度高,紅藜麥淀粉糊化起始溫度最低。表5中白、紅藜麥淀粉的糊化焓均高于原粉,黑藜麥淀粉的糊化焓比原粉略低,三種藜麥淀粉的峰高指數均高于原粉,可能是由于原粉中的雜質影響淀粉糊化吸熱。三種原粉的糊化范圍相差不大(標準偏差為1.19%),但淀粉的糊化范圍相差較大(標準偏差為4.92%)。

表5 藜麥原粉和藜麥淀粉熱特性Table 5 Thermal properties of Chenopodium quinoa and Chenopodium quinoa starch

3 結論

采用堿性蛋白酶提取藜麥淀粉后發現藜麥淀粉中支鏈淀粉含量比直鏈淀粉高,其中白藜麥淀粉中支鏈淀粉含量最高,為58.80%。掃描電鏡圖顯示酶提取的淀粉顆粒表面光滑無損傷,證明堿性蛋白酶不會對藜麥淀粉顆粒造成損害。經過糊化處理后,三種淀粉顆粒的表觀形態均出現孔洞與凹坑,淀粉晶體結構消失,支鏈淀粉雙螺旋結構分解,結晶區由定型態向不定型態轉變。通過分析XRD衍射圖譜得出白、紅、黑藜麥淀粉的晶體結構為A型,結晶度分別為38.46%、33.14%、35.21%,白藜麥淀粉糊化后結晶峰強度最低,結晶區受到更大程度的破壞。傅里葉紅外光譜顯示糊化后藜麥淀粉分子結構無變化,分子鍵未斷裂。支鏈淀粉含量高的白藜麥淀粉與黑藜麥淀粉糊化起始溫度明顯高于紅藜麥淀粉。綜上所述,糊化處理后的淀粉顆粒在形態、大小、晶體結構上均有不同程度的變化。本文為糊化淀粉的加工特性變化提供理論依據,可以通過控制糊化過程的工藝參數獲得不同用途的藜麥淀粉產品。