黃芪建中湯對脾胃虛寒證胃潰瘍大鼠的影響

陳小娟曾梅艷宋厚盼?陳新怡朱曉彤楊 燾蔡 雄

（1.湖南中醫藥大學中醫診斷學湖南省重點實驗室，湖南 長沙 410208；2.湖南中醫藥大學中醫學院，湖南 長沙 410208；3.湖南中醫藥大學醫學院，湖南 長沙 410208；4.湖南中醫藥大學科技創新中心，湖南 長沙 410208）

胃潰瘍（gastric ulcer，GU）是一種臨床常見的多發性消化系統疾病，主要發生在胃角、胃竇、賁門、裂孔疝等部位，以餐后上腹部疼痛為主要癥狀，非甾體抗炎藥和酒精是致使其發生的重要因素。西藥治療GU 有不良反應大、治愈率低、復發率 高的缺點［1］，仍是現代醫學的一大難題［2］。2017 年《消化性潰瘍中醫診療專家共識意見》 將GU 的中醫證型分為肝胃不和證、脾胃濕熱證、脾胃虛寒證、肝胃郁熱證、胃絡瘀阻證和胃陰不足證［3］，臨床研究［4］表明，脾胃虛寒（SSDC）證是該疾病臨床常見證型之一，也是復發率最高的。

黃芪建中湯（HQJZD）出自《金匱要略·血痹虛勞病脈證治》，由黃芪、飴糖、桂枝、芍藥、生姜、甘草和大棗組成，飴糖和甘草相配，獨入脾胃；桂枝配生姜，溫胃散寒；芍藥滋陰柔肝止痛，全方緩急止痛，甘溫建中，使脾胃之寒得除，陽氣內升。臨床研究［5］表明，黃芪建中湯治療脾胃虛寒證GU 具有良好的療效，但對本方相關作用機制的報道較少。本研究通過建立脾胃虛寒型GU 大鼠模型，從大鼠整體狀態、胃黏膜形態和細胞分子層面探究黃芪建中湯治療GU 的作用及其機制。

1 材料

1.1 動物 SPF 級SD 大鼠60 只，雄性，體質量150～180 g，購自湖南斯萊克景達實驗動物有限公司，實驗動物生產許可證號SCXK（湘）2016-0002，飼養于湖南中醫藥大學動物實驗中心。實驗室溫度24～26 ℃，相對濕度45%～55%，每天保持12 h／12 h 循環光照／黑暗時間，自由飲食飲水，適應性喂養3 d 后進行實驗。

1.2 藥物 番瀉葉（都振興中藥飲片實業有限公司，批號18022802）。黃芪建中湯由黃芪5 g、桂枝9 g、白芍18 g、甘草6 g、生姜9 g、膠飴30 g、大棗4 枚組成，藥材均購自湖南中醫藥大學第一附屬醫院，經湖南中醫藥大學藥學院王智講師鑒定為正品。阿司匹林腸溶片（德國拜耳公司，批號BJ40822）研磨后溶于生理鹽水，制成混懸液，給藥劑量200 mg／kg。無水乙醇（天津市恒興化學試劑制造有限公司，批號20160227）；埃索美拉唑膠囊（重慶萊美藥業股份有限公司，批號G180721）。黃芪建中湯制備方法為藥材按常規方法煎煮2 次后合并藥液，兌入飴糖，文火加熱融化，恒溫水浴鍋中濃縮至2 g 生藥／mL。番瀉葉水煎劑制備方法為100 g 番瀉葉加入500 mL 蒸餾水煎煮30 min，紗布過濾藥液，煎煮2 次后合并濃縮至1 g 生藥／mL，4 ℃保存備用。

1.3 試劑 酚酞（上海生工生物工程股份有限公司，批號F318BA0010）；氫氧化鈉（上海沃凱生物技術有限公司，批號20180929）；胃蛋白酶活性檢測試劑盒（北京索萊寶科技有限公司，批號20190309）；一氧化氮試劑盒（南京建成生物工程研究所，批號A012）；TNF-α 試劑盒（北京四正柏生物科技有限公司，批號20180824）；IL-4 試劑盒（杭州聯科生物技術股份有限公司，批號A30480435）；IL-10 試劑盒（北京四正柏生物科技有限公司，批號20180824）；兔抗Toll 樣受體2 抗體（TLR-2，批號AH04173651）、髓樣分化因子88 抗體（MyD88，批號AG07205376）和山羊抗兔二抗（批號AG11091289）購自北京博奧森生物技術有限公司；DAB 顯色試劑盒（北京中杉金橋生物技術有限公司，批號ZLI-9018）；蘇木精（上東西亞化學工業有限公司，批號P4163）；伊紅染液（北京中杉金橋生物技術有限公司，批號150109）；總RNA 提取試劑盒（TRIZOL，批號EC26KA0636）、M-MuLV 第一鏈 cDNA 合成試劑盒（批號EB06KA0085）、2×SG Fast qPCR Master Mix 試劑盒（批號F415KA1484）購自上海生工生物工程股份有限公司。引物由上海生工生物工程股份有限公司設計并合成，序列見表1。

表1 引物序列Tab.1 Primer sequences

1.4 儀器 T18060501 電子體溫計（廣東健奧科技有限公司）；MNT-150T 電子數顯游標卡尺（德國美耐特公司）；5810R 高速冷凍離心機（德國Eppendorf 公司）；KD-BM Ⅱ電腦生物組織包埋機（浙江省金華市科迪儀器設備有限公司）；HM 325輪轉式切片機（上海市賽默飛世爾儀器有限公司）；YD-A 生物組織攤片機（金華市益迪醫療設備有限公司）；580BR 梯度PCR 儀（美國Bio-Rad公司）；1D97 Lightcycler 480П 熒光定量PCR 儀（瑞士羅氏公司）；Cytation3 多功能酶標儀（美國BioTek 公司）；BA410E 三目生物顯微鏡（麥克奧迪醫療診斷系統有限公司）。

2 方法

2.1 脾胃虛寒證GU 大鼠模型的構建及給藥 采用苦寒瀉下和游泳力竭法建立脾胃虛寒證大鼠模型［6］。60 只大鼠適應性喂養3 d 后，隨機分為正常組、模型組、埃索美拉唑組（4.17 mg／kg）及黃芪建中湯低、高劑量組（9.27、18.54 g／kg），每組12 只。各組大鼠每天12：30 進行體質量、進食量、飲水量和肛溫的測量；14：00 正常組大鼠予以1 mL／100 g 蒸餾水灌胃，不做其他任何處理，其余各組大鼠給予1 mL／100 g 番瀉葉水煎劑（1 g 生藥／mL）灌胃。給藥2 h 后，將大鼠放入裝滿常溫自來水的70 cm深的水槽中游泳，至整體沒入水中3 s 時立即撈起，連續9 d，建立脾胃虛寒證模型。

無水乙醇可直接破壞胃黏膜屏障，增加細胞膜通透性，誘發胃黏膜損傷［7］；阿司匹林能抑制胃黏膜環氧化酶產生，減少前列腺素合成，從而減弱胃黏膜屏障機能，使胃酸濃度增加，導致潰瘍形成［8］，本研究以兩者構建胃潰瘍模型。第10 天停止造模，在10：00 測定基礎指標后，給予單次1 mL／200 g 無水乙醇灌胃，1 h 后再予阿司匹林混懸液（200 mg／kg）連續灌胃5 d，給藥體積為1 mL／100 g［7-8］，14：00 各給藥組大鼠給予相應藥物，連續給藥5 d。

2.2 樣本采集 實驗第14 天給藥后，大鼠禁食禁水12 h，第15 天進行樣本采集。麻醉大鼠并固定，自胸骨劍突下沿腹中線剪開腹壁，腹主動脈采血，于4 ℃、12 000 r／min 離心10 min，分離血清，置于-80 ℃保存。取血完畢后，用手術縫合線扎緊胃腔幽門，摘取全胃，收集胃內容物隨后沿胃小彎剪開胃，數碼相機進行拍照，運用數顯游標卡尺測量潰瘍大小，對潰瘍損傷進行評分。剪取一部分胃組織，用4%多聚甲醛固定48 h，進行HE 染色和免疫組化檢測；另一部分胃組織放入凍存管，-80 ℃保存，用于后續其他指標檢測。

2.3 一般癥狀和體征 實驗期間，每天觀察并記錄各組大鼠的整體活動狀態、毛發光澤、大便形態、體質量、進食量、飲水量，隔天測量肛溫。

2.4 胃黏膜潰瘍指數及潰瘍抑制率測定 肉眼觀察胃黏膜是否有水腫、充血、出血和糜爛等損傷，電子數顯游標卡尺測量潰瘍和糜爛部位，Guth 法計算胃黏膜潰瘍指數和潰瘍抑制率。斑點糜爛，1分，糜爛長度＜1 mm；2 分，糜爛長度1～2 mm；4分，糜爛長度＞4 mm；5 分，寬度＞1 mm 的分值×2［9］。潰瘍抑制率＝ ［（模型組潰瘍指數-給藥組潰瘍指數）／模型組潰瘍指數］× 100%。

2.5 胃黏膜組織病理學檢測 大鼠胃組織用4%多聚甲醛固定48 h，常規石蠟包埋，二甲苯和乙醇脫蠟，蘇木精-伊紅染色，二甲苯透明和中性樹膠封片，切片于顯微鏡200 倍鏡下隨機選取4 個視野進行拍照，以胃黏膜組織上皮和黏膜層為拍照范圍標準。按照Laine 等［10］報道的方法，對圖片進行胃黏膜炎性細胞、出血深度和上皮細胞丟失評分。

2.6 胃液總酸度和胃蛋白酶活性檢測 取1 mL 胃液上清液，2% 酚酞作為指示劑，0.01 mmoL／L氫氧化鈉滴定至液體呈微紅色且不變色，檢測胃液總酸度，計算公式為胃液總酸度＝氫氧化鈉滴定體積×氫氧化鈉濃度［11］。胃液中胃蛋白酶活性則嚴格按照試劑盒說明書進行檢測。

2.7 大鼠血清中IL-4、IL-10、NO、TNF-α 水平檢測 根據ELISA 試劑盒操作步驟，對以上指標進行檢測。

2.8 大鼠胃組織中TLR-2、MyD88 mRNA 表達檢測 取胃組織40～50 mg，按照試劑盒說明書步驟，提取總RNA，進行純度和濃度檢測后將其反轉錄為cDNA；取正常組cDNA 1 μL，用無菌無酶水10倍稀釋成5 個梯度，用于熒光定量PCR 反應，考察線性關系和引物的擴增效率。根據熒光定量PCR 試劑盒進行20 μL 體系配置［2×SG qPCR Master Mix 為10 μL；DNF Buffer 為2 μL；PCR Forward Primer（10 μmol／L）為0.4 μL；PCR Reverse Primer（10 μmol／L）為0.4 μL；cDNA 模板為1 μL；Sterilized ddH2O 為6.2 μL］，按照95 ℃預變性3 min、95 ℃變性3 s、60 ℃退火、延伸30 s 的反應條件擴增40 次，繪制擴增曲線和溶解曲線。以β-actin 為內參基因，2-△△Ct法對結果進行分析。

2.9 大鼠胃組織中TLR-2 和MyD88 蛋白表達檢測 采用免疫組化法。用4%多聚甲醛固定胃黏膜組織48 h 后，依次對標本進行常規石蠟包埋、二甲苯和乙醇脫蠟脫水、3%過氧化氫浸泡、蒸餾水和PBS 清洗，隨后通過微波爐加熱PBS 浸泡的切片至沸騰以修復抗原。5%胎牛血清封閉非特異性抗原，PBS 清洗后分別加入TLR-2 一抗（1∶100）、MyD88 一抗（1∶100），37 ℃孵育1 h，PBS 清洗后滴加反應增強液，于室溫靜置20 min，PBS 清洗后加入山羊抗兔二抗（1∶2 000）室溫孵育30 min，PBS 清洗后采用DBA 顯色，于顯微鏡下觀察，自來水終止反應，經蘇木素復染、鹽酸乙醇分色、自來水促藍、二甲苯透明后，采用中性樹膠封片，200 倍鏡下隨機選取4 個視野進行拍照，以棕黃色區域作為蛋白表達區域，用Image Pro Plus圖像分析軟件進行光密度值（IOD）分析。

2.10 統計學分析 采用SPSS 21.0 軟件進行分析，計量資料以（±s）表示，多組間比較進行方差齊性檢驗，方差齊采用方差分析；兩兩比較采用LSD 檢驗。P＜0.05 表示差異具有統計學意義。

3 結果

3.1 大鼠整體狀態 正常組大鼠毛發柔順有光澤，反應靈敏，動作敏捷，嘴唇、舌和趾甲顏色淡紅，大便軟硬適中，整體狀態良好；模型組大鼠體質量增長緩慢，游泳耐力下降，毛發枯槁無光澤，喜弓背，懶動，扎堆明顯，反應遲鈍，嘴唇、舌及趾甲呈淡白色，大便稀軟甚至溏泄；經藥物治療后，大鼠整體狀態趨于好轉，毛發有光澤，未見弓背、扎堆等寒象，動作靈活，嘴唇、舌和趾甲恢復淡紅色，大便恢復正常。

3.2 大鼠體質量、進食量、飲水量及肛溫 造模前，各組大鼠的基礎指標接近。經脾胃虛寒證造模后，與正常組大鼠比較，模型組大鼠體質量、進食量、飲水量和肛溫均降低（P＜0.05，P＜0.01）；經藥物治療后，與模型組比較，黃芪建中湯大鼠體質量、飲食量、飲水量、肛溫均增加（P＜0.05，P＜0.01）。見表2～5。

表2 黃芪建中湯對脾胃虛寒證GU 大鼠體質量的影響（±s，n＝12）Tab.2 Effect of HQJZD on body mass of GU rats of SSDC Pattern（±s，n＝12）

表2 黃芪建中湯對脾胃虛寒證GU 大鼠體質量的影響（±s，n＝12）Tab.2 Effect of HQJZD on body mass of GU rats of SSDC Pattern（±s，n＝12）

注：與正常組比較，?P＜0.05，??P＜0.01；與模型組比較，▲▲P＜0.01。

表3 黃芪建中湯對脾胃虛寒證GU 大鼠進食量的影響（±s，n＝12）Tab.3 Effect of HQJZD on food intake of GU rats of SSDC Pattern（±s，n＝12）

表3 黃芪建中湯對脾胃虛寒證GU 大鼠進食量的影響（±s，n＝12）Tab.3 Effect of HQJZD on food intake of GU rats of SSDC Pattern（±s，n＝12）

注：與正常組比較，??P＜0.01；與模型組比較，▲P＜0.05，▲▲P＜0.01。

表4 黃芪建中湯對脾胃虛寒證GU 大鼠飲水量的影響（±s，n＝12）Tab.4 Effect of HQJZD on water intake of GU rats of SSDC Pattern（±s，n＝12）

表4 黃芪建中湯對脾胃虛寒證GU 大鼠飲水量的影響（±s，n＝12）Tab.4 Effect of HQJZD on water intake of GU rats of SSDC Pattern（±s，n＝12）

注：與正常組比較，??P＜0.01；與模型組比較，▲▲P＜0.01。

3.3 黃芪建中湯對脾胃虛寒證GU 大鼠胃黏膜損傷的影響 正常組大鼠胃黏膜完整、光滑，皺襞清晰，未見水腫、糜爛、出血和潰瘍；模型組大鼠胃黏膜出現損傷，皺襞增厚，可見大量塊狀或線狀的潰瘍和糜爛，并覆有黃色膿液，較正常組潰瘍指數增加（P＜0.01）；與模型組比較，黃芪建中湯組大鼠胃黏膜較完整，僅見少量出血點和水腫，潰瘍指數下降（P＜0.01），低、高劑量組的潰瘍抑制率分別為61.40%和79.04%。見表6、圖1。

表5 黃芪建中湯對脾胃虛寒證GU 大鼠肛溫的影響（±s，n＝12）Tab.5 Effect of HQJZD on anal temperature of GU rats of SSDC Pattern（±s，n＝12）

表5 黃芪建中湯對脾胃虛寒證GU 大鼠肛溫的影響（±s，n＝12）Tab.5 Effect of HQJZD on anal temperature of GU rats of SSDC Pattern（±s，n＝12）

注：與正常組比較，??P＜0.01；與模型組比較，▲▲P＜0.01。

表6 黃芪建中湯對脾胃虛寒證GU 大鼠胃黏膜潰瘍指數和潰瘍抑制率的影響（±s，n＝6）Tab.6 Effects of HQJZD on gastric mucosal ulcer index and ulcer inhibition rate in GU rats of SSDC Pattern（±s，n＝6）

表6 黃芪建中湯對脾胃虛寒證GU 大鼠胃黏膜潰瘍指數和潰瘍抑制率的影響（±s，n＝6）Tab.6 Effects of HQJZD on gastric mucosal ulcer index and ulcer inhibition rate in GU rats of SSDC Pattern（±s，n＝6）

注：與正常組比較，??P＜0.01；與模型組比較，▲▲P＜0.01。

圖1 各組大鼠形態學圖Fig.1 Morphological images for rats in each group

3.4 黃芪建中湯對脾胃虛寒證GU 大鼠胃黏膜組織病理學的影響 正常大鼠腺體結構整齊，各黏膜結構層未見上皮細胞脫落、炎性細胞浸潤、出血和水腫等；模型組大鼠胃黏膜層結構不完整，細胞結構紊亂，甚至上皮細胞脫落、出現缺損，黏膜下層有水腫、散在出血，并伴有大量炎性細胞浸潤，肌層可見血管擴張、充血明顯，總評分高于正常組（P＜0.01）。與模型組比較，給藥組胃黏膜損傷總評分均降低（P＜0.01），埃索美拉唑組大鼠胃黏膜結構修復較完整，有少量的炎性滲出物和炎性細胞，可見新生血管組織，邊緣再生腺體部分可見囊性擴張；黃芪建中湯低劑量組大鼠胃黏膜層雖有一定修復，但仍可見一定缺損及炎性滲出物；黃芪建中湯高劑量組大鼠胃黏膜層修復完整，炎性滲出物及炎性細胞明顯減少，可見囊性擴張和新生血管組織。見圖2、表7。

3.5 黃芪建中湯對脾胃虛寒證GU 大鼠胃酸和胃蛋白酶的影響 模型組大鼠胃液總酸度和胃蛋白酶活性較正常組升高（P＜0.01）；給藥后，黃芪建中湯低、高劑量組均可降低胃酸總酸度和胃蛋白酶活性（P＜0.01）。見表8。

3.6 黃芪建中湯對脾胃虛寒證GU 大鼠血清細胞炎癥因子水平的影響 與正常組比較，模型組大鼠血清中TNF-α 水平升高，IL-4、IL-10 和NO 水平降低（P＜0.01）；給藥后，黃芪建中湯低、高劑量組TNF-α 水平下降（P＜0.05，P＜0.01），IL-4、IL-10和NO 水平上升（P＜0.05，P＜0.01）。見表9。

圖2 各組大鼠胃組織病理學（HE，×200）Fig.2 Gastric histopathologic images for rats in each group（HE，×200）

表7 黃芪建中湯對脾胃虛寒證GU 大鼠胃黏膜組織病理學的影響（±s，n＝6）Tab.7 Effect of HQJZD on histopathology of gastric mucosa injury in GU rats of SSDC Pattern（±s，n＝6）

表7 黃芪建中湯對脾胃虛寒證GU 大鼠胃黏膜組織病理學的影響（±s，n＝6）Tab.7 Effect of HQJZD on histopathology of gastric mucosa injury in GU rats of SSDC Pattern（±s，n＝6）

注：與正常組比較，?P＜0.05，??P＜0.01；與模型組比較，▲P＜0.05，▲▲P＜0.01。

表8 黃芪建中湯對脾胃虛寒證GU 大鼠胃酸總酸度和胃蛋白酶的影響（±s，n＝6）Tab.8 Effects of HQJZD on gastric acidity and pepsin in GU rats of SSDC Pattern（±s，n＝6）

表8 黃芪建中湯對脾胃虛寒證GU 大鼠胃酸總酸度和胃蛋白酶的影響（±s，n＝6）Tab.8 Effects of HQJZD on gastric acidity and pepsin in GU rats of SSDC Pattern（±s，n＝6）

注：與正常組比較，??P＜0.01；與模型組比較，▲▲P＜0.01。

表9 黃芪建中湯對脾胃虛寒證GU 大鼠血清中細胞炎癥因子水平的影響（±s，n＝6）Tab.9 Effects of HQJD on serum cell inflammatory factors in GU rats of SSDC Pattern（±s，n＝6）

表9 黃芪建中湯對脾胃虛寒證GU 大鼠血清中細胞炎癥因子水平的影響（±s，n＝6）Tab.9 Effects of HQJD on serum cell inflammatory factors in GU rats of SSDC Pattern（±s，n＝6）

注：與正常組比較，??P＜0.01；與模型組比較，▲P＜0.05，▲▲P＜0.01。

3.7 黃芪建中湯對脾胃虛寒證GU 大鼠胃黏膜組織TLR-2、MyD88 mRNA 表達的影響 與正常組比較，模型組大鼠胃組織中TLR-2、MyD88 mRNA 表達增加（P＜0.01）；與模型組比較，黃芪建中湯低、高劑量組TLR-2、MyD88 mRNA 表達下降（P＜0.01）。見表10。

表10 黃芪建中湯對脾胃虛寒證GU 大鼠胃組織中TLR-2、MyD88 mRNA 表達的影響（±s，n＝6）Tab.10 Effects of HQJZD on TLR-2 and MyD88 mRNA expressions in gastric tissues of GU rats of SSDC Pattern（±s，n＝6）

表10 黃芪建中湯對脾胃虛寒證GU 大鼠胃組織中TLR-2、MyD88 mRNA 表達的影響（±s，n＝6）Tab.10 Effects of HQJZD on TLR-2 and MyD88 mRNA expressions in gastric tissues of GU rats of SSDC Pattern（±s，n＝6）

注：與正常組比較，??P＜0.01；與模型組比較，▲P＜0.05，▲▲P＜0.01。

3.8 黃芪建中湯對脾胃虛寒證GU 大鼠胃組織中TLR-2 和MyD88 蛋白表達的影響 TLR-2 和MyD88蛋白表達差異主要呈現在胃黏膜的上皮層，其余部位未見明顯差異。與正常組比較，模型組大鼠胃組織TLR-2 和MyD88 蛋白表達上調（P＜0.01）；與模型組比較，黃芪建中湯低、高劑量組TLR-2 和MyD88 蛋白表達均下調（P＜0.01）。見表11、圖3～4。

表11 黃芪建中湯對脾胃虛寒證GU 大鼠胃組織中TLR-2和MyD88 蛋白表達的影響（±s，n＝6）Tab.11 Effects of HQJZD on TLR-2 and MyD88 protein expressions in gastric tissue of GU rats of SSDC Pattern（±s，n＝6）

表11 黃芪建中湯對脾胃虛寒證GU 大鼠胃組織中TLR-2和MyD88 蛋白表達的影響（±s，n＝6）Tab.11 Effects of HQJZD on TLR-2 and MyD88 protein expressions in gastric tissue of GU rats of SSDC Pattern（±s，n＝6）

注：與正常組比較，??P＜0.01；與模型組比較，▲▲P＜0.01。

4 討論

圖3 各組大鼠胃黏膜組織TLR-2 蛋白表達（免疫組化，×200）Fig.3 TLR-2 protein expressions in gastric mucosa of rats in each group（immunohistochemistry，×200）

圖4 各組大鼠胃黏膜組織MyD88 蛋白表達（免疫組化，×200）Fig.4 MyD88 protein expressions in gastric mucosa of rats in each group（immunohistochemistry，×200）

胃潰瘍（GU）歸屬于中醫“胃脘痛”“心痛”“嘈雜”等范疇，主要病機為虛實夾雜，脾胃虛寒證是其臨床常見的證型之一，2017 年《消化性潰瘍中醫診療共識意見》 將黃芪建中湯列為治療脾胃虛寒型消化性潰瘍的基礎方［3］，它在臨床治療GU 時被證實具有確切的療效。本研究根據“苦寒之藥損其脾胃”和“勞倦傷脾”的理論建立了脾胃虛寒證候動物模型，并聯合使用無水乙醇和阿司匹林進行潰瘍誘導［12-14］，可為黃芪建中湯治療GU作用機制的研究提供載體。

給予黃芪建中湯治療后，大鼠整體狀態逐漸恢復，給藥組各項基礎指標與模型組比較有顯著性差異，說明該方可有效改善大鼠的脾胃虛寒癥狀。與模型組比較，黃芪建中湯可顯著降低胃酸總酸度和胃蛋白酶活性，改善胃內環境，大鼠胃黏膜的出血、糜爛和水腫范圍明顯縮小，胃黏膜潰瘍指數顯著降低。HE 染色結果表明，黃芪建中湯可有效修復胃黏膜損傷，抑制炎性細胞的分泌和減少上皮細胞的丟失，促使胃黏膜恢復正常狀態。

NO 通過提高胃血流量促進潰瘍的愈合，維持黏膜完整性［15］，Liu 等［16］認為，NO 的增加可改善局部血管微循環，加速血管結構的修復；另有研究［17］表明，NO 有可能通過抑制胃酸分泌，增加胃黏膜血流量，從而對胃黏膜起到保護和修復作用；本研究結果顯示，大鼠經黃芪建中湯治療后，血清中的NO 水平顯著上升。TNF-α 通過促進中性粒細胞浸潤胃黏膜引發炎癥反應，可抑制黏膜潰瘍邊緣的微循環、細胞增殖和血管再生，減緩潰瘍的愈合［18］，它和IL-1 等炎性因子可激活I-κBa／NF-κB信號通路，促進局部的炎癥反應；NF-κB 可誘導TNF-α 的產生，從而進入炎癥反應的惡性循環［19］；致病因素通過MAP 激酶和NF-κB 的磷酸化，可誘導巨噬細胞產生TNF-α 等促炎因子，直接作用于胃黏膜，導致組織損傷［20-21］，本研究中模型組大鼠血清TNF-α 水平顯著增加，經黃芪建中湯治療后顯著下降。有研究［22］表明，IL-4 和IL-10 是抑制胃黏膜炎癥的主要抗炎因子，IL-4 可抑制單核巨噬細胞產生免疫反應，IL-10 可降低B 細胞活性，抑制免疫反應，從而減少TNF-α、IL-1 等促炎因子的分泌，減緩氧自由基、脂質過氧化［23］，表9 顯示，給予黃芪建中湯后大鼠血清中兩者水平顯著上升，提示該方可能通過抑制促炎因子的釋放、減緩氧自由基的過氧化殺傷，從而恢復細胞活力，促進細胞的遷移和增殖，加速潰瘍的修復。

Toll 樣受體（Toll-like receptors，TLR）是一類跨膜蛋白識別受體，能夠識別不同的病原相關分子模式，通過MyD88 或MyD88 非依賴途徑進行信號傳導，使機體產生免疫應答［24］，其中TLR-2 與胃潰瘍的發生發展關系密切，在胃黏膜炎癥和潰瘍中表達顯著增高［25］。研究表明，大多數受調控的基因依賴TLR 信號傳導，TLR-2 通過MyD88 依賴途徑激活NF-κB 等轉錄因子的活化，介導巨噬細胞等分泌炎性細胞（如TNF-α、IL-6、IL-12 等）抑制IL-4、IL-10 的分泌。表10～11 顯示，大鼠潰瘍黏膜組織TLR-2、MyD88 mRNA 和蛋白表達顯著上調，給予黃芪建中湯治療后均降低。

綜上所述，黃芪建中湯治療胃潰瘍的作用機制可能與調控TLR-2／MyD88 信號通路、抑制促炎因子生成、加速抗炎因子分泌、增加胃黏膜血流量、促進上皮細胞增殖有關。課題組下一步將從潰瘍愈合率、患者依從性、復發率、毒副作用等方面出發，系統考察黃芪建中湯單用或聯合西藥治療胃潰瘍相比單純采用西藥的優勢。