利用高效的大片段DNA回收方法改良Fosmid文庫的構建

張翠翠 趙勝 王越， 張鵬， 常玉曉

（1. 廣西大學生命科學與技術學院，南寧 530004；2. 中國農業科學院深圳農業基因組研究所，深圳 518120）

基因組Fosmid文庫技術自1992年被創建之后，即廣泛地應用于基因組學研究當中［1-12］。1996年，Preston等［13］利用Fosmid文庫識別并鑒定了寄生在海綿中的一種嗜冷泉古菌（Cenarchaeum symbiosum）。1997年，Fitz-Gibbon等［14］利用Fosmid文庫構建了一種超嗜熱古細菌（Pyrobaculum aerophilum）的物理圖譜，并預測了其基因組含474個基因。1998年，Deckert等［15］用“鳥槍”測序法破解超嗜熱菌（Aquifex aeolicus）的基因組時，借助Fosmid文庫來填補重疊群之間的空缺。1999年，Cui等［16］構建兩個自交不親和油菜株系的Fosmid文庫，通過對文庫中的部分克隆測序，對控制蕓苔屬植物的自交不親和性的S位點區間進行了結構和轉錄分析。2004年，國際人類基因組測序聯合會公布的已完成測序的人類基因組有341個空缺，包括位于常染色質區域的250個空缺，Bovee等［17］利用Fosmid文庫將常染色質區域的26個空缺補全，67個空缺平均每個都填補約32 kb。

新一代測序技術，尤其是讀長可達20 kb甚至40 kb以上的單分子測序技術的不斷進步，使Fosmid文庫的應用日漸式微。但是，Fosmid文庫在當前的基因組學研究中仍然具有其獨特的價值。第一，與細菌人工染色體（Bacterial artificial chromosome，BAC）文庫類似，Fosmid文庫可以用于基因圖位克隆過程中目標區域序列的精確測序。目前，雖然有很多物種都已經有了參考基因組序列，但同一物種不同品種之間的基因組序列通常存在很大差異［18］。這導致在圖位克隆基因的過程中，將基因精細定位后，有時難以根據參考基因組序列獲得目標區段的準確序列。此時，需要構建BAC或Fosmid文庫，并從中篩選位于目標區域的克隆進行測序，從而獲得候選基因的準確序列。例如，2016年，Zhao等［19］在通過圖位克隆法鑒定水稻褐飛虱抗性基因BPH9時，利用Fosmid文庫確定了抗性親本Pokkali定位區間的68 kb DNA序列，從而確認了候選基因并獲得其準確序列，這樣的例子還有很多，如小麥條銹病抗性基因Yr28的克隆等［20］。第二，雖然測序技術已經取得了相當大的發展，但在全基因組測序的過程中，仍然經常使用Fosmid文庫輔助組裝或者驗證基因組組裝的準確度。例如，2014年，松樹和甜菜的基因組組裝研究者都借助了Fosmid文庫［21-22］。2017年，在水稻蜀恢498基因組的組裝過程中，研究者利用來自564個Fosmid混合池（池容量為1 000-1 500個單克隆）的簡化基因組測序數據，將來自于全基因組的PacBio reads互相區分并分別組裝，用于降低基因組組裝的復雜度，開創了Fosmid文庫在基因組組裝中的應用新方向［18］。此外，Fosmid文庫還被用于人類基因組的單倍型組裝［23］。2019年，在糜子的全基因組測序中，研究者利用Fosmid文庫單克隆測序驗證基因組組裝的準確度［24］。第三，在宏基因組學的研究中，Fosmid文庫也可以被用來保存環境樣本中所包含的全部微生物的基因組DNA，并用于后續的基因功能分析［25-26］。

Fosmid載體由cosmid載體發展而來，最初是Kim等［27］將帶有大腸桿菌致育（Fertility，F）因子的pBAC載體與Cosmid載體pUCcos融合后構建成pFOS1載體。Cosmid載體是一種最老的高容量載體，可插入28-45 kb的外源DNA；應用Cosmid載體構建基因組文庫時，選擇28-45 kb的DNA片段與載體連接，可保證包裝后的DNA高效進入λ噬菌體頭部，從而提高建庫效率［28］。在連接過程中，樣品的DNA小片段之間可能相互連接，之后再與載體連接，從而產生包含來自兩個或兩個以上不相鄰基因組區段的嵌合克隆［28］。另外，由于大腸桿菌攜帶的重組子拷貝數很高，黏粒中克隆的DNA會發生重排［28］。Kim等［27］將F因子引入Cosmid載體構成Fosmid載體，保證了構建的重組質粒DNA在每個細胞中只有1-2個分子，從而極大降低了克隆中外源DNA的重排水平。若要減少Fosmid文庫中嵌合克隆的數量，可在建庫時盡量降低連接反應中小片段DNA的含量。因此，對外源DNA片段大小進行準確地篩選，可排除小片段DNA從而減少嵌合克隆；同時，排除超過45 kb的大片段DNA，可以提高文庫的制備效率。在Fosmid文庫構建試劑盒（Epicentre，美國）的使用說明中，建議外源DNA片段大小為40 kb左右。但是，從瓊脂糖凝膠中回收、純化長度超過20 kb的DNA片段是分子生物學實驗的一個難點，且長度越長，回收效率越低。因此，準確、高效的回收40 kb的DNA片段是Fosmid文庫構建的一個重要且難度較高的步驟。

當前，雖然有多種方法可以用于分離40 kb范圍內的DNA片段，包括磁珠、硅膠膜（Silica membrane）或硅膠顆粒（Silica particles）以及密度梯度離心，但是它們的回收效率都較低。綜合比較不同方法，傳統的切膠并電洗脫至透析袋，仍然是回收40 kb DNA的最好方法［28］。2015年，Sage Science公司開發出了SageELF儀器，將傳統的切膠并利用透析袋回收DNA的過程自動化，不僅簡化了利用透析袋回收DNA的操作流程，也提高了DNA的回收效率。目前，在新一代測序領域，Sage ELF已經被廣泛應用于不同長度的DNA片段回收［29］，如100 bp的miRNA文庫、400 bp左右的Truseq文庫、10 kb左右的Mate pair文庫和1-5 kb的PacBio iso-Seq文庫。但是，Sage ELF儀器中并未設置回收40 kb的方法。

本研究利用SageELF提供的0.75%瓊脂糖膠盒，嘗試將其內置的回收10 kb DNA的程序，改造成回收40 kb DNA的程序。我們對這一方法進行了測試，并成功建立了高效的40 kb DNA回收方法；同時，利用改良的方法回收到的DNA樣品構建了Fosmid文庫，并對文庫中插入的外源DNA片段大小進行評估，結果顯示:高效、準確的40 kb DNA回收方法大大降低了Fosmid文庫構建的難度。綜上所述，本研究對Fosmid文庫構建過程中，樣品DNA片段的制備方法進行改良，旨在為科學構建Fosmid文庫提供改進方向和實驗證據，為生物的基因組學研究奠定基礎。

1 材料與方法

1.1 材料

Fosmid載體質粒pFosill-2（Genbank登錄號JX069762）［30］，由美國 Broad 研究所 Andreas Gnirke博士惠贈；所用秈型水稻品種是華占。

1.2 方法

1.2.1 基因組DNA提取 水稻華占基因組DNA，用 CTAB 法提取［31］。

1.2.2 基因組DNA的定量與打斷 利用Qubit 3.0熒光計（Invitrogen，美國）測定水稻基因組DNA濃度，用無菌雙蒸水將濃度調至200 ng/μL；吸取40 μL DNA溶液加入到g-TUBE（Covaris，美國）中，5 000 r/min離心3 min后，將g-TUBE倒轉放入離心機，5 000 r/min離心3 min，上述步驟重復5次后，吸出打斷后的DNA樣品于新離心管中備用。重復上述步驟，直至得到足夠量的打斷DNA，然后利用脈沖電泳檢測打斷DNA的片段分布，確保主要片段集中在40 kb左右。

1.2.3 基因組DNA片段的分選與回收 打斷后的DNA加入Loading buffer備用，使用全自動核酸/蛋白質回收儀SageELF（Sage science，美國）進行DNA片段的分選與回收。選用0.75%瓊脂糖膠盒（Agarose Gel cassette，Sage science，美國），根據操作說明進行并有改動。主要步驟如下:排除膠盒氣泡并清洗膠盒上的回收孔，然后將膠盒置于儀器上的盒槽中并設置恰當的緩沖液水平。電流測試通過后，在膠盒的點樣孔中加入準備好的DNA樣品，注意上樣量不超過60 μL，選用“時間”模式，電泳10 h，為了避免長時間電泳過程中電泳液的蒸發，每隔3 h暫停一次，補水約3-5 mL并混勻。電泳結束后，收集每個回收孔中的DNA于一新離心管中，用Qubit 3.0測定每孔回收到的DNA濃度，回收的DNA可短期保存于4℃。

1.2.4 脈沖場凝膠電泳（Pulse-Field Gel Electrophoresis，PFGE）檢測DNA片段大小 利用SeaKem?Gold Agarose（Lonza，德國）及0.5×TBE電泳緩沖液制備1%的瓊脂糖凝膠，使用脈沖場凝膠電泳儀（Rotaphor 6.0，Analytik Jena，德國）檢測DNA片段大小，操作按照儀器說明書進行，電泳條件如下:電壓180 V，脈沖夾角120°，間隔時間60 s，溫度13℃，電泳時間24 h。電泳結束后，將膠塊放入GelRed（Vazyme，南京）溶液中染色約30 min，蒸餾水脫色約10 min，然后用凝膠成像系統（GelDoc XR+，BioRad，美國）拍攝圖像。

1.2.5 Fosmid文庫的構建 首先，對載體質粒pFosill-2線性化與去磷酸化:取200 μg pFosill-2 DNA，使用 Plasmid-SafeTMATP-Dependent Dnase（Epicentre，美國）進行消化以去除載體質粒提取過程中發生斷裂的DNA，使用0.8×磁珠（VAHTS DNA Clean Beads，Vazyme，南京）純化出環狀載體質粒DNA后，利用AatII（Fermentas，美國）及Eco72I（Fermentas，美國）對其雙酶切以獲得兩端的載體臂，0.8×磁珠純化酶切產物，接著使用Calf Intestinal Alkaline Phosphatase（NEB，英國）進行去磷酸化，最后用酚/氯仿抽提兩次純化載體臂。

接著，利用KAPA Library Preparation Kit（KAPA biosystems，美國）對基因組DNA片段進行末端補平，0.8×磁珠純化補平產物后，利用KAPA T4 DNA Ligase（KAPA biosystems，美國）連接載體臂與基因組DNA片段，室溫連接1 h后，70℃處理10 min終止反應。然后，使用MaxPlaxTMLambda 噬菌體包裝提取物（Epicentre，美國）對連接產物進行體外包裝，包裝產物侵染大腸桿菌菌株DH10T，然后將侵染反應液涂布于含12.5 μg/mL氯霉素的固體LB培養基表面，置于37℃培養箱，倒置培養過夜。同時，將包裝產物分別稀釋10倍、100倍、1 000倍3個梯度侵染DH10T后培養，用于文庫滴度檢測。

1.2.6 文庫重組克隆的分析 從上一步的培養皿中，隨機挑選10個單克隆，分別接種于50 mL LB液體培養基（包含34 μg/mL氯霉素）搖培過夜，使用堿裂解法提取重組質粒后，酶切質粒DNA檢測陽性率。隨后，又隨機挑選25個單克隆，分別接種于1 mL LB液體培養基搖培約15 h后，分成兩份:一份送蘇州金唯智生物科技有限公司或者生工生物工程（上海）股份有限公司，利用pFosill-2載體插入位點兩側的T7和SP6啟動子位點對每個重組質粒的兩端進行Sanger測序，獲得的序列與蜀恢498的基因組序列（http://www.mbkbase.org/）進行Blast分析，從而獲知插入片段的大小；另一份進行擴大培養并提取重組質粒，每個重組質粒取1 μg使用NotI（Thermo Fisher，美國）37℃酶切3 h，隨后PFGE檢測（電壓130 V，脈沖夾角120°，間隔時間4 s，溫度10℃，電泳時間18 h）載體帶以及外源基因組DNA片段的酶切帶型。最后，根據末端測序的結果下載蜀恢498的基因組序列，利用CodonCode Aligner軟件（CodonCode Corporation，美國）進行電子酶切模擬，得到虛擬酶切圖，與PFGE電泳圖進行對比。

2 結果

2.1 改進的Sage ELF操作流程可準確、高效地回收40 kb左右的DNA片段

為回收40 kb的DNA片段，將提取的基因組DNA經g-TUBE打斷后，取20 μg利用SageELF儀器進行DNA片段的分選與回收。每個回收孔的DNA，均取50-100 ng進行PFGE電泳檢測。通過測試不同的SageELF電泳時間發現，10 h的電泳可以有效地將10-50 kb的基因組DNA分開，此時，40 kb左右的DNA片段位于膠盒的第1-3孔，雖然這3個孔的DNA呈彌散分布，但仍可看出主帶在40 kb附近，甚至有少量DNA片段稍大于48.5 kb（圖1），這部分DNA可用來構建Fosmid文庫。此后的回收孔中，DNA片段大小依次降低且沒有呈彌散分布，第4孔的DNA主帶大小約30 kb，到最后一孔即第13孔，DNA主帶大小在12 kb-15 kb之間（圖1）。

利用Qubit 3.0測定每個孔回收到的DNA濃度發現，第1孔至第13孔依次回收得到275 ng、2 266 ng、4 576 ng、1 452ng、831 ng、649 ng、466 ng、451 ng、329 ng、311 ng、119 ng、243 ng DNA。打斷的DNA片段大小峰值在40 kb。因此，回收量最高的DNA片段也集中在40 kb附近，這與預期的結果一致。以上DNA長度和濃度檢測說明，利用改進的SageELF的電泳回收程序，可以高效地回收長度達40 kb的DNA片段，且操作流程簡單易掌握。高濃度40 kb DNA片段的獲得為Fosmid文庫的構建奠定了堅實的基礎。

2.2 Fosmid文庫滴度及重組質粒的插入片段大小分析

為檢測文庫容量以及覆蓋率，包裝產物用Phage Dilution Buffer稀釋10倍、100倍、1 000倍3個梯度，混勻后分別取20 μL加入200 μL的大腸桿菌DH10T細胞中，37℃孵育30 min后涂氯霉素平板，倒置于37℃培養過夜。稀釋100倍的平板上，平均每個平板長出12個單克隆，那么文庫的總滴度約為12×100×1 000 / 20 = 6×104CFU/mL。

由于28-45 kb的外源DNA片段包裝后可高效進入λ噬菌體頭部，本研究將第1至3孔的DNA混合，按照Williams等［30］的方法成功地構建了Fosmid文庫。為了初步檢測文庫質量，隨機挑選文庫的10個單克隆，提取少量質粒DNA，用限制性內切酶AatII和Eco72I作雙酶切后進行PFGE分析發現，10個質粒均有外源DNA插入，文庫陽性率為100%。但是，質粒的酶切產物條帶過多，難以推測準確的外源DNA長度（數據未展示）。為了檢測文庫中外源DNA片段的準確大小，我們又隨機挑選了25個單克隆進行雙末端Sanger測序并成功獲得了24個克隆的雙末端序列，這些序列與蜀恢498的基因組序列［18］比對結果如表1所示，插入的外源DNA片段大小在23 kb-52 kb之間，每個克隆的平均插入片段大小約為37.9 kb，標準差為5.2 kb，片段大小比較集中。

圖1 Sage ELF回收的DNA片段的PFGE分析

為了進一步確認測序克隆中插入的外源DNA片段大小，對表1中的25個克隆，提取質粒，用NotI酶切（可以切出完整的載體片段）后，進行PFGE檢測。如圖2-A所示，酶切后的每個質粒都包含一條約7 kb的載體帶（箭頭所指）。為了便于分析外源DNA片段的酶切帶型，我們根據表1中蜀恢498的基因組位置信息，將對應的DNA序列提取出來，然后分析其中的NotI識別位點的位置和數量，最后根據此結果預測外源片段的酶切帶型（圖2-B）。結果發現，除6號、9號、11號、12號、14號和20號克隆外，其他18個克隆的酶切帶型都與預測的帶型一致，進一步驗證了外源DNA片段的大小。

3 討論

Fosmid文庫在基因克隆、物理圖譜構建及基因組測序等工作中被廣泛應用［1-12］。最近幾年，Fosmid文庫與高通量測序技術相結合，如在人類單倍型測序［23，30］、輔助基因組de novo組裝［18］及宏基因組學研究［25-26］等方面，發揮了其獨特的作用，使Fosmid文庫在基因組學研究中的地位更加重要。但常規的Fosmid文庫構建過程，尤其是40 kb DNA片段的回收，操作難度很大，限制了Fosmid文庫構建的成功率，因此改良Fosmid文庫的構建方法很有必要。

表1 測序克隆中插入的外源DNA位置信息

圖2 重組質粒的Not I酶切分析

自Kim等［27］于1992年創建第一個Fosmid文庫以來，構建Fosmid文庫的方法就一直被改進。但目前看來，改進Fosmid載體的情況較多，外源基因組DNA片段的分選和回收方法，還是依賴傳統的切膠并用透析袋回收或者密度梯度離心回收。切膠回收DNA，需經過PFGE、切膠、透析袋回收3步，流程比較麻煩；而密度梯度離心回收DNA，需經過超速離心、穿刺取樣、透析純化等步驟，流程更加繁瑣。這兩種方法，實驗操作難度很大，技巧性也高，研究者往往難以快速掌握，且這些方法的DNA回收率也很低。利用我們改進的方法，只需將打斷后的基因組DNA加到SageELF膠盒點樣孔中，中間步驟完全由機器操作，最后從膠盒回收孔中吸取不同區段的DNA即可直接進行后續的分子生物學操作，流程簡單、便捷。

全自動核酸/蛋白質回收系統SageELF是Sage Science公司2015年推出的儀器，將傳統的切膠并利用透析袋回收DNA的過程自動化，不僅簡化了利用透析袋回收DNA的操作流程，也提高了DNA的回收效率。目前，SageELF被廣泛應用于新一代測序領域中，小至100 bp、大至20 kb左右的不同長度的DNA片段回收［29］。但是，SageELF儀器的中沒有設置回收40 kb的方法，顯然，Fosmid文庫的構建，不是廠家考慮到的應用。與常規的Biorad的箝位勻強電場系統（CHEF）不同，SageELF使用的是橫向交變電泳（TAFE），其電泳液的體積只有大約20 mL，如果用于40 kb片段的分離，需要長時間、高電流電泳。但是，在如此小的體積中長時間進行高電流電泳，極易導致電泳液溫度過高和蒸發，因此，我們做了一系列的電流、脈沖時間的測試，并調整了儀器相應的運行監控參數，最終成功的從20 μg的input DNA中回收到約8 μg的40 kb左右的DNA。而實際上，使用Epicentre和Lucigen等公司的試劑盒，只需要100 ng-1 μg的40 kb DNA用于Fosmid文庫構建。因此，我們建立的方法，可以很容易地回收到足夠的40 kb DNA片段，大大降低了Fosmid文庫構建的難度。

4 結論

本研究通過改進全自動核酸/蛋白質回收系統SageELF的操作流程，實現了40 kb DNA片段的高效回收。利用我們改良的SageELF法回收40 kb左右的基因組DNA大片段，操作便捷，回收率高，片段大小精準，且文庫插入片段集中，顯著提高了Fosmid文庫的構建質量。