具有α-葡萄糖苷酶抑制活性的益生乳酸菌篩選

曾 珠 陳艷玲 陳尚武

(1.西南大學蠶桑紡織與生物質科學學院， 重慶 400715； 2.農業農村部蠶桑生物學與遺傳育種重點實驗室， 重慶 400715；3.中國農業大學食品科學與營養工程學院， 北京 100083)

0 引言

Ⅱ型糖尿病(T2DM)是一種發病機制較復雜的慢性代謝紊亂性疾病，以胰島素抵抗和胰島細胞損傷導致的慢性高血糖為主要特征[1]。傳統的糖尿病藥物(如雙胍類、磺酰脲類、噻唑烷二酮類等)成本高、副作用大，且治標不治本。因此，尋找新型經濟安全的糖尿病藥物具有重要意義。

α-葡萄糖苷酶抑制劑是20世紀90年代開發的降糖藥物，是目前臨床治療T2DM的一線口服藥物。α-葡萄糖苷酶抑制劑主要作用于位于腸系膜刷狀緣的α-葡萄糖苷酶，通過抑制α-葡萄糖苷酶分解多糖為葡萄糖的作用，從而減緩葡萄糖的吸收速度和降低血糖水平[2]。常見的α-葡萄糖苷酶抑制劑主要有阿卡波糖(Acarbose)、伏格列波糖(Voglibose)和米格列醇(Miglitol)[3]。阿卡波糖最初是從游動放線菌的次級代謝物中分離而來，因此許多α-葡萄糖苷酶抑制劑的微生物源研究都是從土壤中的放線菌入手[4]，目前，已用于臨床治療的α-葡萄糖苷酶抑制劑也主要來源于放線菌(井岡霉素產生菌和野尻霉素產生菌)。

乳酸菌被公認是安全的食品級微生物，廣泛應用于發酵食品生產和食品保藏方面，已經有非常悠久的歷史[5-6]。乳酸菌中的某些菌株被認為是益生菌，對人體具有多種益生功能[7-11]，常見的有乳酸桿菌、雙歧桿菌和芽孢桿菌等。由于乳酸菌的天然、安全和益生特性，近年來已成為防治糖尿病的研究熱點[12-16]。關于乳酸菌防治糖尿病的研究大多是直接通過動物實驗進行驗證，具體的調節機理并不清楚，同時也沒有初步篩選具有潛在降血糖功能的乳酸菌的方法。抑制α-葡萄糖苷酶的活性是調控糖尿病的主要方法之一，乳酸菌具有的調節血糖的功能有可能通過這種機制發揮作用，因此體外具有α-葡萄糖苷酶抑制活性的乳酸菌將是潛在的輔助抗糖尿病的益生菌株。益生菌對宿主發揮有益作用的前提是能夠通過胃腸道的一系列物理和化學障礙到達腸道，并在腸道中定植。因此，一株良好的益生菌必須對模擬的人胃腸道條件具有耐受性，同時要具有較強的黏附腸道上皮細胞的能力。

本文基于對α-葡萄糖苷酶的抑制能力和乳酸菌的基本益生特性，包括對人工模擬胃腸液的耐受性和粘附性的考查，篩選具有潛在降血糖作用的益生菌，以期為開發功能益生菌提供科學依據。

1 材料與方法

1.1 材料與儀器

胃蛋白酶、4-硝基酚-α-D-吡喃葡萄糖苷、Transwell insert小室、堿性磷酸酶試劑盒，美國Sigma公司；Tris(氨基丁三醇)、胰蛋白酶，美國Amresco公司；DMEM(Dulbecco’s modified eagle’s medium)高糖培養基、0.25%胰酶(含0.02% EDTA (乙二胺四乙酸))、雙抗(青、鏈霉素)，美國Gibco公司；胎牛血清，杭州四季青公司；細胞培養瓶、96孔酶標板，美國Corning公司；SYBR Green 熒光定量試劑盒，北京Tiangen公司。

TP-2102型電子天平，美國DENVER儀器公司；FA2004B型分析天平，上海越平科學儀器有限公司；90-2型恒溫磁力攪拌器，上海振榮科學儀器有限公司；UB-7型 pH計，美國DENVER儀器公司；YX-280D手提式壓力蒸汽滅菌器，合肥華泰醫療設備有限公司；酶標儀，美國Thermo Electron公司；SClENTZ-IID型超聲破碎儀，寧波新芝生物科技公司；MCO-15AC型二氧化碳培養箱，日本三洋電機株式會社；倒置生物顯微鏡，北京奧特偉業光學儀器有限公司；LightCycler 96型實時熒光定量PCR(聚合酶鏈式反應)儀，羅氏診斷產品上海有限公司。

1.2 實驗方法

1.2.1豬小腸α-葡萄糖苷酶的提取

新鮮的豬小腸粘膜用磷酸鹽緩沖液(PBS，pH值6.8)沖洗干凈，然后用載玻片刮取小腸粘膜加入等體積的PBS(pH值6.8)進行低溫研磨。研磨充分的混合液在4℃下12 000 r/min離心20 min，收集上清液凍存于-80℃，使用時用PBS(pH值6.8)稀釋10倍使用。

1.2.2乳酸菌分泌上清的制備

本實驗采用的乳酸菌為實驗室前期分離保存的乳酸菌菌株，其中鼠李糖乳桿菌LactobacillusrhamnosusGG(LGG)作為參考菌株。將菌株活化后，12 000 r/min室溫(20℃)下離心15 min，PBS(pH值6.8)洗滌3遍。然后用PBS(pH值6.8)將菌體濃度調整為5×1010CFU/mL，37℃孵育6 h(預實驗表明在6 h時α-葡萄糖苷酶抑制活性最高)，孵育完成后進行離心(12 000 r/min,15 min)，取上清液凍存于-80℃待用。

1.2.3乳酸菌α-葡萄糖苷酶抑制活性的測定

參照文獻[13]測定α-葡萄糖苷酶抑制活性，反應體系為100 μL。首先將25 μL的底物4-硝基酚-α-D-吡喃葡萄糖苷(PNPG,10 mmol/L)和25 μL的樣品混勻后37℃孵育10 min，然后加入50 μL α-葡萄糖苷酶混勻后于37℃反應30 min。隨后迅速加入100 μL Na2CO3(0.1 mol/L)終止反應，用酶標儀測定405 nm處的吸光度。每組實驗設置3個平行。其中，樣品的吸光度用樣品空白對照(體系中用50 μL PBS(pH值6.8)代替α-葡萄糖苷酶)的吸光度進行校準。陰性對照(體系中無抑制α-葡萄糖苷酶的樣品)用25 μL PBS(pH值6.8)代替樣品，陰性空白對照(體系中沒有α-葡萄糖苷酶活性)用25 μL PBS(pH值6.8)代替樣品，50 μL PBS(pH值6.8)代替α-葡萄糖苷酶。α-葡萄糖苷酶抑制率計算公式為

式中A——樣品在405 nm處的吸光度

B——樣品空白對照在405 nm處的吸光度

C——陰性對照在405 nm處的吸光度

D——陰性空白對照在405 nm處的吸光度

1.2.4乳酸菌在人工模擬胃腸液中的存活率

方法參照文獻[13]。首先是模擬胃腸液的配置。模擬胃液(Gj)的配置方法：將胃蛋白酶用pH值2.5 的PBS 溶解，使其終質量濃度為3 g/L。模擬十二指腸液(Dj)的配置方法：將膽鹽和胰蛋白酶用pH值 5.0的PBS溶解，使其終質量濃度分別為3 g/L和1 g/L。模擬腸液(Ij)的配置方法：將胰蛋白酶用pH值8.0的PBS溶解，使其終質量濃度為1 g/L。所有配好的胃腸液經過0.22 μm的濾膜過濾。將活化第2代的乳酸菌于MRS培養基中37℃靜止培養18 h，離心收集菌體并用PBS(pH值7.4)洗滌2遍，重懸于同樣體積的模擬Gj(pH值2.5)中，37℃靜止培養3 h，然后取出1 mL菌液置于9 mL的模擬Dj(pH值5.0)中，37℃靜止培養2 h。最后從模擬Dj中取出1 mL菌液置于模擬Ij (pH值8.0)中37℃靜止培養8 h。分別于0、2、3、8 h取樣進行梯度稀釋，于MRS固體培養基中37℃培養48 h計數。乳酸菌在人工模擬胃腸液中存活率計算公式為

式中a——在模擬胃腸液中孵育特定時間后的活菌數

b——每次孵育前乳酸菌總的活菌數

1.2.5乳酸菌對HT-29細胞的黏附性分析

黏附方法參照文獻[13]。HT-29細胞(15～20代)用DMEM培養基(含有體積分數10%胎牛血清和1%雙抗)于37℃含有5% CO2的培養箱中進行培養。待細胞增殖至90%融合時，用0.25%的胰酶消化后傳代。

對于黏附實驗，將胰酶消化后的細胞按照105個/孔接種于24孔板中，于37℃培養24 h，然后用PBS(pH值7.4)洗滌2遍。與此同時，將靜置培養12 h的乳酸菌6 000 r/min常溫離心5 min，并用PBS(pH 值7.4)洗滌2遍，重懸于不含血清和雙抗的DMEM培養基中，調整其菌體濃度為109CFU/mL，然后取1 mL菌懸液加入準備好的HT-29細胞中，于37℃細胞培養箱中孵育2 h。孵育完成后，用PBS(pH值7.4)洗滌細胞6遍去掉未黏附的乳酸菌。單層細胞用甲醇固定后進行革蘭氏染色。每個樣品隨機選20個視野計算細胞和乳酸菌數，以平均每個細胞上黏附的乳酸菌數目來評價乳酸菌對腸上皮細胞的黏附能力。

1.2.6乳酸菌在不同生長階段的α-葡萄糖苷酶抑制活性

將菌株活化2代后按體積分數1%接種到300 mL MRS培養基中，于37℃恒溫培養箱中靜置培養。每隔2 h測菌株的600 nm處吸光度及pH值，并取出10 mL菌懸液12 000 r/min常溫離心15 min，收集菌體，PBS(pH值6.8)洗滌3遍，重懸于200 μL PBS(pH值6.8)中，于37℃繼續培養6 h。培養后進行離心，取上清液凍存于-80℃用于測定α-葡萄糖苷酶抑制活性。

1.2.7Transwell細胞模型的建立及評估

Caco-2細胞(10～20代)培養在含10%胎牛血清、1%雙抗和1%非必需氨基酸的DMEM培養基中。當細胞貼壁融合率約為80%時，用0.25%的胰酶消化細胞以后，按照密度105個/cm2接種于6孔板的Transwell小室中(膜孔徑0.4 μm，直徑24 mm，底面積4.67 cm2)。腸腔側加入1 mL細胞懸液，基底側加入3 mL細胞培養基，第1～7天隔天換液，從第8天開始每天換液，直到細胞形成單層致密的細胞膜。

Transwell細胞模型的評估：檢測細胞的跨膜電阻值，待跨膜電阻達到最大，用試劑盒檢測細胞的堿性磷酸酶(AKP)極性，腸腔測得的AKP活性應顯著高于基底側[17]。

1.2.8乳酸菌對Caco-2細胞中α-葡萄糖苷酶的影響

將已培養好的Transwell小室用PBS洗滌3次，去除葡萄糖。加入800 μL含20 mmol/L的麥芽糖作為底物，并加入乳酸桿菌的上清200 μL(共1 mL)到小室的上層，下層加入3 mL PBS，于37℃培養2 h，從上層取10 μL溶液到微孔板中檢測葡萄糖含量，以此計算對α-葡萄糖苷酶活性的抑制率，并用試劑盒提取Caco-2的總RNA，反轉錄成cDNA，然后進行實時熒光定量PCR。用Primer Premier 5軟件設計引物，α-葡萄糖苷酶基因擴增引物為：上游引物5′ CGACGGAGAAGCAGTGGAAG 3′；下游引物5′ GGGTTGGTCTCTTGTGAACATTC 3′。β-actin(β肌動蛋白)內參引物：上游引物5′ TGACGTGGACATCCGCAAAG3′；下游引物5′ CTGGAAGGTGGACAGCGAGG3′。采用ΔΔCT法計算基因的表達量[18]，每個樣品設定3個平行。

1.3 數據處理

所有實驗進行3次重復，結果由平均值±標準差表示，用SPSS 20軟件分析數據，成對比較采用Student’sT檢驗進行分析，多組比較采用One-Way ANOVA中Duncan’s多重檢驗來分析，P<0.05表示有統計學意義。

2 結果與分析

2.1 菌株

所選用的10株乳酸菌(表1)均分離于傳統發酵食品，包括新鮮牛乳、奶酪(奶疙瘩)和泡菜。這10株菌中，有5株屬于副干酪乳桿菌屬，2株屬于植物乳桿菌屬，3株屬于發酵乳桿菌屬。乳酸菌中研究最廣泛的益生菌株鼠李糖乳桿菌LGG作為參考菌株。

表1 乳酸菌菌株及來源Tab.1 Lactic acid bacteria strains and their sources

2.2 乳酸菌對豬小腸提取的α-葡萄糖苷酶的抑制活性

所有選用菌株的分泌上清均具有α-葡萄糖苷酶抑制活性，抑制率在6%～31%不等，其中副干酪乳桿菌L14的抑制活性最高，為31%，其次是副干酪乳桿菌Z3-11(28%)、植物乳桿菌NL42(27%)和發酵乳桿菌Z2-91(27%)，這4株菌的抑制率與參考菌株鼠李糖乳桿菌LGG(28%)相比無顯著性差異。已有部分研究報道乳酸菌的發酵上清具有α-葡萄糖苷酶抑制活性[13,20]，與本研究結果保持一致。

α-葡萄糖苷酶抑制活性很大程度上受到α-葡萄糖苷酶來源的影響，最常見的來源是哺乳動物和微生物酵母[21-23]。例如，酸奶對來源于哺乳動物的α-葡萄糖苷酶不具有抑制活性但卻能抑制來源于酵母的α-葡萄糖苷酶[22]；合成的阿卡波糖對來源于酵母的α-葡萄糖苷酶幾乎沒有抑制活性，卻對來源于哺乳動物的α-葡萄糖苷具有很強的抑制活性。這些抑制活性的差別可能歸因于不同來源的酶結構不同所導致的抑制劑的結合位點不同[22,24]。因此，本研究中，為了探究與人類健康密切相關的乳酸菌的α-葡萄糖苷酶抑制活性，選取的是來源于哺乳動物的α-葡萄糖苷酶。

2.3 乳酸菌對人工模擬胃腸液的耐受能力

益生菌發揮對人體的有益作用的前提是必須活著通過人體胃腸道環境。因此，進一步研究所選用菌株對人工模擬胃腸液的耐受性。首先，胃液的極低pH值(2.5～3.5)是阻止細菌進入人體腸道的天然屏障，而食物一般需要在胃中停留2～4 h進行消化[25]。由表2可知，LGG、Z3-11和CA14具有較強的抵抗低pH值的能力，在pH值2.5的模擬胃液中存活率超過80%，但是4株菌株(C、SW2、NL31和Z2-91)在模擬胃液中的存活率很低，在同樣稀釋度的情況下未檢測到活菌，說明乳酸菌對人工模擬胃液的耐受性具有菌株差異性。有研究表明菌株的耐酸能力依賴于其H+-ATP酶的活性[26]，所以本文中不同菌株的耐酸能力不同可能與它們的H+-ATP 酶的活性有關。

表2 乳酸菌在人工模擬胃腸液中的存活率Tab.2 Tolerance of lactic acid bacteria strains to simulated gastrointestinal conditions %

在模擬十二指腸液中，PC41具有最高的存活率，為84.9%。其次是L14、NL41和NL42，存活率超過60%。膽鹽可通過破壞細胞膜的完整性對活細胞造成巨大的損害[27]，因此對十二指腸液耐受性高可能是因為菌株對膽鹽耐受能力好[27-28]。

在模擬腸液中培養8 h后，菌株的存活率得以提高，Z3-11的存活率最高，為98.5%。在模擬腸液中菌株存活率增加可能是因為腸液的pH值升高和排除了膽鹽的脅迫。

2.4 乳酸菌對腸上皮細胞的黏附能力

乳酸菌黏附腸上皮細胞的能力是長期以來用于篩選益生菌的一個非常重要的指標，因為乳酸菌只有黏附于宿主的腸上皮細胞才能夠促進其長期定植，發揮免疫功能以及抑制腐敗菌的生長[29-30]。HT-29為人結直腸腺癌細胞，是體外檢測微生物黏附性常用的一種細胞系。除Z3-11、CA14和Z2-91外，所有被檢測菌株黏附腸上皮細胞HT-29的能力均顯著高于參考菌株LGG。PC41具有非常強的黏附腸上皮細胞的能力，每個細胞黏附的菌數約為148，其次是SW2、NL42和L14，每個細胞黏附的菌數分別為80、49和37。細菌對腸上皮細胞的黏附能力通常是由細菌表面的成分所介導，包括黏附蛋白、胞外多糖、脂磷壁酸、S層蛋白以及胞外的一些附屬物(如菌毛和鞭毛等)[31]。例如，研究發現細胞表面的黏附蛋白SpaCBA、MBF、MabA和SpaFED是介導益生菌L.rhamnosusGG參與黏附腸上皮細胞的主要因子[32-35]。胞外多糖和2個黏附蛋白N506_1778、N506_1709是參與益生菌L.gasseriDSM 14869黏附陰道上皮細胞的主要因子[36]。本研究中黏附能力較強的菌株PC41、SW2、NL42和L14沒有菌毛或鞭毛，因此，可能是它們表面的一些黏附因子(如胞外多糖、黏附蛋白)參與對上皮細胞的黏附。下一步可通過對它們進行基因組測序及生物信息學分析深入探討黏附的分子機理。

結合這10株乳酸菌對豬小腸提取的α-葡萄糖苷酶的抑制能力、人工模擬胃腸液的耐受性及對腸上皮細胞的粘附性，菌株L14、Z3-11和NL42的α-葡萄糖苷酶抑制活性較為突出，且更有可能活著通過腸道并在腸道中定植，可作為潛在的輔助調節糖尿病的益生菌株，因此選擇這3株菌作進一步的研究。

2.5 乳酸菌在不同生長階段的α-葡萄糖苷酶抑制活性

以α-葡萄糖苷酶抑制活性較高且具有較好的益生特性的3株菌(副干酪乳桿菌L14和Z3-11及植物乳桿菌NL42)為例來研究乳酸菌在不同生長階段分泌上清的α-葡萄糖苷酶抑制率。圖1是L14、Z3-11和NL42在生長過程中的600 nm處OD值和α-葡萄糖苷酶抑制率的變化。菌株L14的對數生長期是2～10 h，600 nm處OD值由0.2升到2.2，其分泌上清的α-葡萄糖苷酶抑制率隨著時間的變化呈現先上升后下降的趨勢，在穩定期(12 h時)達到最大，在接下來的12 h，細胞600 nm處OD值略有降低，α-葡萄糖苷酶抑制率逐漸降低。菌株Z3-11和NL42的生長模式及α-葡萄糖苷酶抑制率的變化趨勢與L14幾乎相同，其分泌上清的α-葡萄糖苷酶抑制率也呈現先上升后下降的趨勢，在穩定期(12 h時)或對數末期(6 h時)達到最大。乳酸菌分泌上清的α-葡萄糖苷酶抑制率呈現先上升后下降的趨勢，可能是因為在前期菌體濃度較低導致具有抑制α-葡萄糖苷酶活性的功能成分濃度也較低；隨著菌株的生長，菌體濃度逐漸升高，其分泌的功能活性成分濃度也增加，因此α-葡萄糖苷酶抑制活性也逐漸增加；隨著培養時間的進一步延長，微生物細胞逐漸老化并出現自溶現象，因此具有α-葡萄糖苷酶抑制活性的成分可能會被菌體裂解產生的酶破壞，加上乳酸菌本身代謝產酸，導致生長后期培養液的pH值極低，而功能活性成分可能在極低pH值中不穩定，因此出現抑制活性下降的趨勢。

圖1 乳酸菌在不同生長階段的α-葡萄糖苷酶抑制活性Fig.1 α-glucosidase inhibition during growth of Lactobacillus strains

2.6 乳酸菌對Caco-2細胞中α-葡萄糖苷酶的抑制作用

Caco-2細胞為人的結直腸腺癌細胞，在Transwell小室中，經過標準條件培養能分化出與人體內小腸上皮細胞類似的結構，包括基底層(相當于腸內壁一側)和細胞絨毛層(相當于腸腔一側)，并且可以合成各種酶類，如α-葡萄糖苷酶。該細胞模型目前已廣泛用于研究生化、毒理及藥物吸收和跨膜轉運。上文發現乳酸菌的分泌上清對豬小腸提取的α-葡萄糖苷酶具有抑制活性，因此需進一步研究乳酸菌是否對來源于人腸道的Caco-2細胞系的α-葡萄糖苷酶活性也具有抑制作用，同時研究乳酸菌對α-葡萄糖苷酶基因表達量的影響。

2.6.1Transwell細胞模型建立

將Caco-2細胞接種到6孔板的Transwell小室中，培養至細胞形成單層致密的細胞膜。在細胞培養的過程中，分別檢測細胞跨膜電阻及堿性磷酸酶(AKP)的極性。

如圖2所示，在培養期間，細胞的跨膜電阻(TEER值)逐漸增加，從第18天開始已達到最大且基本保持穩定。TEER值是反映細胞單層完整性的重要指標，其與細胞緊密連接的程度有直接關系，隨著培養時間的增加，細胞的緊密連接逐漸完善，因此TEER值也逐漸增加，TEER值越大，表明細胞單層越致密越完整[37]。本研究中培養18 d后細胞TEER值達到穩定，說明Caco-2細胞已形成了完整的單層細胞膜。

圖2 Caco-2細胞培養期間細胞跨膜電阻TEER值的變化曲線Fig.2 TEER values of Caco-2 cell monolayer during process of growth

AKP極性檢測結果見圖3，在培養過程中，基底側AKP活性幾乎無變化，腸腔側AKP活性則逐漸增加，在第21天時， 細胞單層腸腔側的AKP活性顯著高于基底側，約高出2.34倍，表明細胞單層已經形成了極性，標志酶AKP已大部分集中在刷狀緣側。

圖3 Caco-2單層細胞腸腔側(AP)和基底側(BL)的堿性磷酸酶活性(n=3)Fig.3 Alkaline phosphatase activity of Caco-2 monolayer sides of AP and BL (n=3)

綜合跨膜電阻值和堿性磷酸酶AKP活性，Caco-2細胞在Transwell小室中培養21 d時已生長和分化成類似于腸上皮細胞的單層細胞，并且具有上皮細胞的極化特征。

2.6.2乳桿菌對Caco-2細胞中α-葡萄糖苷酶的影響

乳桿菌L14、Z3-11和NL42的分泌上清對Caco-2細胞中α-葡萄糖苷酶的酶活性均具有抑制作用，其中L14的抑制率最高，為28%，顯著高于Z3-11(22%)和NL42(19%)，菌株Z3-11和NL42的抑制率沒有顯著性差異。3株菌均可顯著抑制Caco-2細胞中α-葡萄糖苷酶的mRNA表達量，抑制率分別為58%、21%和38%，表明乳酸菌對α-葡萄糖苷酶的抑制作用是通過抑制α-葡萄糖苷酶的活性及酶的表達量發揮雙重作用，從而有效減緩碳水化合物的分解速度，減少單糖的生成。文獻[38]報道兩歧雙歧桿菌F-35對Caco-2細胞中α-葡萄糖苷酶的活性及mRNA表達水平都具有抑制作用，本研究結果與其保持一致。

大部分的α-葡萄糖苷酶抑制劑是糖類或糖的衍生物，通過競爭性抑制α-葡萄糖苷酶的活性，降低多糖分解成葡萄糖的速率，使糖的吸收相應減緩，起到降低血糖的作用。也有少部分非糖類化合物被報道對α-葡萄糖苷酶活性具有抑制作用，如文獻[39]報道非糖類化合物如磺胺類藥可通過疏水作用直接結合在酶的活性位點上進而發揮抑制作用，另外文獻[23,40]發現乳蛋白或雞蛋蛋白水解產生的多肽也具有較強的α-葡萄糖苷酶抑制活性。關于乳酸菌的α-葡萄糖苷酶抑制活性成分的研究，目前還沒有明確的結果，文獻[41]報道用產胞外多糖的菌株發酵的酸奶具有更強的α-葡萄糖苷酶抑制活性，推測這種抑制活性可能是由菌株產生的胞外多糖引起的，但是沒有進一步純化出胞外多糖進行驗證，因此有關乳酸菌上清液中酶抑制劑的活性成分、抑制機理及影響因素，尚需進一步的研究。

3 結束語

本文將分離于傳統乳制品的10株乳桿菌進行了α-葡萄糖苷酶抑制活性的測定，并研究了乳酸菌的基本益生特性，包括耐酸、耐膽鹽和對腸上皮細胞的黏附性。結果表明，這10株菌對豬小腸提取的α-葡萄糖苷酶均具有抑制作用，結合乳酸菌的基本益生特性，最終篩選出了3株具有較高α-葡萄糖苷酶抑制活性和優良益生特性的菌株，分別是副干酪乳桿菌L14、Z3-11和植物乳桿菌NL42；這3株菌在Caco-2細胞建立的Transwell模型中也能對α-葡萄糖苷酶發揮抑制活性。本文篩選出的3株乳桿菌可作為潛在的輔助降血糖的益生菌株，為功能益生菌的開發奠定了基礎。