砂質潮土高效溶磷菌的篩選鑒定、條件優化及應用

魏暢 戚秀秀 吳越 劉曉丹 王祎 姜瑛 柳海濤

（1. 河南農業大學資源與環境學院，鄭州 450000；2. 山東省土壤肥料總站，濟南 250100）

磷素是作物生長發育過程中一種重要的營養元素，它能夠以多種方式參與植物體內各種代謝過程，從而促進植物的生長發育［1］。我國土壤中的大部分磷以固定態形式存在，導致土壤磷的有效利用率很低，影響作物生長。近幾年磷肥的大量施用雖然在一定程度上滿足了作物需求，但同時也造成了極大的資源浪費并引發了一系列環境污染問題。在當前我國“減肥增效”的背景下，在減少磷肥投入量的同時又要確保糧食穩定高產，如何提高土壤中磷的利用率便成為土壤元素研究中亟待解決的問題。

土壤中磷的分級可追溯到20世紀前期［2］，直至20世紀50年代才形成了較為完整的測定體系，經學者的不斷研究，土壤磷的分級方法也在不斷完善。研究土壤中磷素的構成可有效揭示土壤中的磷素形態以及其與環境因素的關系，對提高磷素利用率、“減肥增效”及緩解污染具有重要意義。

前人研究表明，土壤中存在著大量的溶磷菌，這些根際溶磷菌能夠將土壤中難溶性磷轉化為可被植物吸收利用的可溶性磷，從而提高磷素的利用率，促進作物對營養元素的吸收，提高作物產量；同時還能夠改善土壤結構，提高土壤肥力［3-5］。盛榮等［6］的研究亦表明土壤中溶磷微生物能夠使難溶性的鈣磷、鋁磷、鐵磷轉化為可溶性磷。楊順等［7］研究發現，土壤中溶磷菌活化磷素的同時有酸性物質的產生。有學者發現土壤中施用溶磷菌可有效溶解土壤中的難溶性磷，促進植物對磷素的吸收［8］，激發玉米的生長活性［5］。可見，利用溶磷菌的生物降解作用增加土壤有效磷含量在提高土壤磷利用率方面有著很大的發展前景。

不同類型土壤受土壤母質、氣候條件、植被類型及種植制度等因素影響，其微生物群落組成有著較大的區別［6，9］，土壤中的溶磷微生物在種類、數量和溶磷能力同樣有著很大差別。溶磷微生物主要包括細菌、真菌和放線菌，有些微生物分解和轉化無機磷化合物的能力較強，有些分解和轉化有機磷化合物的能力較強，有些是既可以分解有機磷化合物也可以分解無機磷化合物［4，10］。如不同土壤類型中的溶磷微生物數量通常表現為黑鈣土＞黃棕壤＞白土＞紅壤＞ 磚紅壤＞瓦堿土，在黑鈣土中溶磷菌以芽孢桿菌和假單胞桿菌為主，而黃棕壤和紅壤中的溶磷菌種類多樣［11］。不同耕作類型土壤上，農田土壤有機溶磷菌以芽孢桿菌屬為主，林地和菜地則主要是假單胞桿菌屬［12］。

河南省作為我國的產糧大省，主要土壤類型之一為砂質潮土，磷素容易被固定形成難溶性化合物造成養分有效性降低，導致小麥很難直接吸收利用，嚴重影響小麥的產量和質量。目前石灰性土壤特別是砂質潮土上關于溶磷微生物的研究和應用較少。本研究從長勢較好的小麥根際砂質潮土中篩選出一株根際高效溶磷促生菌，加以鑒定，并研究不同培養條件下菌株的溶磷量，獲得最適溶磷培養條件，設置小麥盆栽實驗探究其對土壤磷素形態的影響，并驗證其在砂質潮土上的促生效應。

1 材料與方法

1.1 材料

供試土壤取自農業部華北地區小麥玉米輪作營養與施肥科學觀測實驗站（鄭州市，新鄭航空港區），選取0-20 cm表層土壤。其土壤基本理化性狀為：有機質8.89 g/kg、堿解氮30.02 mg/kg、全磷2.95 g/kg、速效磷31.2 mg/kg、全鉀19.60 g/kg、速效鉀50.39 mg/kg、pH 7.37。

1.2 方法

1.2.1 供試土壤基本理化性狀及小麥植株的測定方法 供試土壤基本理化性質（有機質、堿解氮、全磷、速效磷、全鉀、速效鉀、pH）和盆栽小麥植株各指標（干重、株高、全氮、全磷和全鉀）的測定方法參考《土壤農化分析》（第三版）［13］。

1.2.2 培養基配制 實驗所選用的培養基為LB培養基以及PKO培養基，固體培養基則向對應液體培養基中添加15-20 g瓊脂。

LB培養基：蛋白胨10 g，酵母提取物5 g，氯化鈉10 g，蒸餾水1 000 mL，pH 7.0-7.2。121℃滅菌30 min。

PKO液體培養基（無機磷培養基）：氯化鈉0.3 g，葡萄糖10 g，氯化鉀0.3 g，磷酸三鈣5 g，硫酸銨0.5 g，七水合硫酸鎂0.3 g，硫酸錳0.03 g，七水合硫酸亞鐵0.03 g，蒸餾水1 000 mL，調節pH 7.0-7.2，121℃滅菌30 min。

1.2.3 溶磷菌株的篩選 將供試土壤過篩處理，稱取10 g處理后的供試土壤置于250 mL三角瓶中，加入90 mL無菌水，在搖床上振蕩20 min轉速為180 r/min、溫度為30℃，振蕩后取出靜置10 min，所得液體為土壤菌懸液。在無菌操作臺上用無菌水稀釋土壤菌懸液，取合適稀釋度的土壤菌懸液涂于PKO平板上，將此培養基置于30℃恒溫培養箱中培養，待PKO固體培養基上出現透明圈菌落即為溶磷菌，將溶磷菌純化后保存于4℃冰箱保存。

1.2.4 溶磷菌株溶磷能力的測定［14］將篩選得到的溶磷細菌進行溶磷能力的定量測定，將純化后的溶磷菌接種于盛有50 mL的PKO液體培養基的三角瓶中，置于恒溫搖床上振蕩，溫度為30℃、轉速為180 r/min、培養時間為96 h，培養結束后將培養液轉移至離心管中，在溫度為4℃、轉速為10 000 r/min條件下離心15 min，離心后收集上清液，用鉬藍比色法測定上清液中有效磷的含量。

1.2.5 菌株W6的形態、生理生化及 16S rDNA 分子學鑒定

1.2.5.1 菌株W6的形態及生理生化指標測定 觀察菌落形態特征，對菌株W6進行革蘭氏染色，在顯微鏡下觀察其個體形態，并且進行生理生化指標鑒定［15］。

1.2.5.2 菌株W6的分子學鑒定 用SDS-CTAB［16］提取總基因組DNA，采用16S rDNA通用引物27f（5′-AGAGTTTGATCCTGGCTCAG-3′） 和 1492r（5′-GGTTACCTTGTTACGACTT-3′） 進 行 16S rDNA引物 PCR 擴增［17］。PCR 產物經 0.7% 瓊脂糖凝膠電泳后回收純化測序（北京美億美生物技術有限公司）。在GenBank中Blast搜索同源序列與獲得的16S rDNA序列比較，建立系統發育樹。

1.2.6 培養條件對菌株W6溶磷量的影響

1.2.6.1 不同培養時間對菌株W6溶磷量的影響 將菌株W6按1%（V/V）的接種量接種在PKO培養基上，搖床培養（180 r/min，30℃恒溫，下同），分別在10、15、20、24、36、44和56 h動態取樣（用鉬藍比色法測定有效磷含量，每個處理重復3次，下同）。

1.2.6.2 不同碳源對菌株W6溶磷量的影響 設置培養基碳源分別為葡萄糖、木糖、蔗糖、果糖、甘露醇、乳糖和麥芽糖，保證各培養基含碳量相同，按1%（V/V）的接種量接種菌株W6后，置于搖床培養24 h后采樣。

1.2.6.3 不同氮源對菌株W6溶磷量的影響 設置培養基氮源分別為硝酸鉀、硫酸銨、硝酸銨、酵母粉、谷氨酸、蛋白胨，保證各培養基含氮量相同，按1%（V/V）的接種量接種菌株W6后，置于搖床培養24 h后采樣。

1.2.6.4 不同初始 pH 對菌株W6溶磷量的影響 設置培養基初始pH分別為4、5、6、7、8、9及10，按1%（V/V）的接種量接種菌株W6在PKO培養基上，搖床培養，置于搖床培養24 h后采樣。

1.2.6.5 不同通氣量對菌株W6溶磷量的影響 設置培養液裝液量分別為25 mL、50 mL、75 mL、100 mL和150 mL 裝于 250 mL 的三角瓶中，按1%（V/V）的接種量接種菌株W6在PKO培養基上，搖床培養，置于搖床培養24 h后采樣。

1.2.7 小麥促生盆栽實驗

1.2.7.1 種子催芽 小麥品種選用“鄭麥9023”，將小麥種子浸入20%雙氧水中消毒20 min，消毒后取出小麥種子用無菌水沖洗多次，在25℃條件下置于無菌培養皿中催芽2 d，選取發芽較好，長勢一致的小麥種芽備用。

1.2.7.2 實驗設計 接菌處理：將菌株W6接種于LB培養基，置于恒溫搖床中于30℃在180 r/min下培養至對數生長期，將菌液轉移至10 mL離心管中于10 000 r/min離心10 min，用無菌水重懸底部菌體3次，此時細菌懸液濃度約為108CFU/mL，備用。

選取自然條件下0-20 cm土層的新鮮砂質潮土，將土壤過2 mm篩處理，用塑料盆每盆盛新鮮土壤700 g，按田間持水量的60%調節土壤含水量，供試菌株接種量為106CFU/g干土，設置W6接種處理和對照處理（CK，接種等量滅活的W6菌株）。然后種植小麥種芽，30 d后采樣。

1.2.7.3 土壤磷素分級 根據改進后的Hedley磷素分級方法［18］，將土壤磷素分為9個形態，分別表現為：水溶態磷（H2O-P）、碳酸氫鈉提取態磷（NaHCO3-Pi；NaHCO3-Po）、氫氧化鈉提取態磷（NaOH-Pi；NaOH-Po）、稀鹽酸提取態磷（HCl-P）；濃鹽酸提取態磷（濃HCl-Pi；濃HCl-Po）和濃硫酸提取態磷（濃H2SO4-P）。

該方法將土壤中的磷素主要分為五大類，包括有機和無機部分，其中Po代表有機態磷，Pi代表無機態磷。H2O-P的特點是充分有效性，而這部分磷占據了土壤活性磷的大量比重；NaHCO3-P包括有機與無機部分，無機部分主要是指吸附在土壤表面的磷素而有機部分則為易于礦化的有機磷；NaOH-P是指通過化學吸附作用而吸附于鐵、鋁等金屬表面的磷素；HCl-P（石灰性磷）主要存在于石灰性土壤中，難溶磷酸鹽的比例甚至高達60%-80%。

1.2.7.4 植株樣品測定 用根系掃描儀（LA1600+scanner，Canada）掃描所采集的小麥根系，然后用根系分析軟件（Winrhizo2003b，Canada）對根長、根表面積、根體積、根尖數、根直徑進行分析，并測定植株全氮磷鉀含量。

2 結果

2.1 高效溶磷菌株的篩選

通過定性測定，共分離出5株具有溶磷能力的菌株，分別命名為W2、W4、W6、W7和W11。各菌株的溶磷量測定結果如圖1所示，經過4 d培養，W6菌株溶磷量最大，達到447 mg/L，溶溶磷酸三鈣達到8.9%，顯著高于篩選出的其他菌株（P＜0.05），因此選取菌株W6為最佳溶磷菌株。

2.2 菌株W6的鑒定

2.2.1 菌株W6的形態及生理生化指標鑒定 對菌株W6進行形態及生理生化鑒定，可見W6菌落呈同心圓狀，不透明，表面粗糙，不濕潤，產芽孢，桿狀（圖2-A、2-B）。革蘭氏陽性（圖2-C），兼性厭氧，化能異養，接觸酶陽性，M.R實驗陰性，VP實驗陽性，淀粉水解陽性，硝酸鹽還原陽性，檸檬酸鹽利用實驗陰性（表1）。

圖2 菌株 W6 的形態觀察及革蘭氏染色Fig.2 Morphological observation and Gram staining of strain W6

表1 W6菌株的生理生化特性Table 1 Physiological characteristics of strain W6

2.2.2 菌株W6的16S rDNA分子生物學鑒定 根據GenBank 中已登錄的核苷酸序列與獲得的16S rDNA 的序列進行比較，發現菌株W6與Bacillus flexus IFO15715（AB021185）同源性為100%，用鄰接法（N-J）構建菌株W6的系統發育樹（圖3）。結合菌株W6的形態及生理生化特征，鑒定菌株W6為彎曲芽孢桿菌（Bacillus flexus），將其序列上傳至NCBI，獲得登錄號KX267760。

2.3 不同培養條件對W6菌株溶磷量的影響

圖3 基于菌株W6和相關菌株的16S rDNA 序列采用鄰接法建立的系統發育樹Fig. 3 Phylogenetic tree that based on 16S rDNA sequences of strain W6 and related strains

2.3.1 不同培養時間對菌株溶磷量的影響 W6菌株在培養10 h時間段內磷濃度幾乎為零（圖4），可能是因為菌株在培養10 h時間段內生長較緩慢。培養10 h以后開始出現溶磷作用，在15 h后磷濃度迅速升高，在24 h達到最大溶磷率，磷濃度達到140 mg/L，說明菌株在培養10 h后菌株生長較快且活性高。菌株在培養24 h以后隨著時間的增加磷濃度上升變緩。

2.3.2 不同碳源對菌株溶磷量的影響 不同碳源條件下，W6菌株的溶磷量具有顯著性差異（圖5）。在本實驗所做的7種不同碳源中，W6菌株所表現出來的溶磷量從大到小依次為：木糖＞甘露醇＞麥芽糖＞蔗糖＞葡萄糖＞乳糖＞果糖。其中以木糖為碳源時磷濃度最高達到為368 mg/L，溶磷量顯著高于另外6種碳源（P＜0.05），其次為甘露醇，碳源為果糖時磷濃度最低為1 mg/L。PKO培養基以木糖為碳源時W6菌株生長較旺盛，推薦木糖為W6菌株最佳碳源。

圖4 不同培養時間對W6菌株溶磷量的影響Fig.4 Effect of different incubation time on the phosphate-solublizing efficiency of strain W6

圖5 不同碳源對W6菌株溶磷量的影響Fig.5 Effect of different carbon sources on the phosphatesolublizing efficiency of strain W6

2.3.3 不同氮源對菌株溶磷量的影響 PKO培養基在不同的氮源條件下，W6溶磷菌的溶磷量也有顯著性差異（圖6）。當以硝酸鉀、蛋白胨為氮源時，磷濃度達到360 mg/L、352 mg/L，兩者間差異不顯著，但均顯著高于其他氮源間產物中磷含量；當以谷氨酸為氮源時磷濃度最低80 mg/L。本實驗所做的7種不同氮源中，W6菌株所表現出來的溶磷量從小到大依次為 ：谷氨酸 ＜ 硝酸銨 ＜ 硫酸銨 ＜ 酵母粉 ＜ 蛋白胨 ＜ 硝酸鉀。由此推薦硝酸鉀為W6的最佳氮源。

圖6 不同氮源對W6菌株溶磷量的影響Fig.6 Effect of different nitrogen sources on the phosphate-solublizing efficiency of strain W6

2.3.4 不同pH對菌株溶磷量的影響 PKO培養基在不同的pH條件下，W6溶磷菌的溶磷量有顯著性差異（圖7）。當培養基pH在4.0-6.0之間時隨著酸度的減小磷濃度逐漸增大，當pH在6.0時磷濃度達到最大值為252 mg/L，當pH值大于6.0時隨著pH值的增加磷濃度逐漸減小，當pH達到10時磷濃度下降到幾乎為0。因此，推薦6.0為W6溶磷菌的最佳pH值。

圖7 不同pH對W6菌株溶磷量的影響Fig.7 Effect of different pH on the phosphate-solublizing efficiency of strain W6

2.3.5 不同裝液量對菌株溶磷量的影響 不同裝液量條件下，W6溶磷菌的溶磷量有顯著性差異（圖8）。裝液量在25 mL-75 mL條件下隨著裝液量的增加磷濃度逐漸增加，當裝液量為75 mL時磷濃度達到最大為268 mg/L，當裝液量超過75 mL時隨著裝液量的增加磷濃度逐漸降低。由此說明：隨著裝液量的增加W6溶磷菌的通氣量逐漸減小，當裝液量為75 mL/250 mL時所對應的通氣量為W6溶磷菌的最佳通氣量。

2.4 接種菌株W6對小麥的盆栽促生實驗

2.4.1 土壤不同形態磷素分布變化 將兩種不同處理對比分析發現（表2），接種菌株W6的土壤中的H2O-P、NaHCO3-Po、NaHCO3-Pi含量分別增加了127.3%、80.0%、54.5%，其中H2O-Pi、NaHCO3-Po呈現極顯著性差異。而W6處理下的土壤HCl-P、濃HCl-Po、濃HCl-Pi、濃H2SO4-P含量則分別降低了10.9%、23.0%、42.1%和33.3%，其中濃HCl-Pi和HCl-Po含量均呈現顯著性差異。NaOH-Po和NaOHPi含量分別增加了11.8%和20.0%，差異不顯著。接種菌株W6能夠增加土壤有效形態磷素的含量并降低難溶性磷含量，從而促進了難溶性磷向有效態磷素的轉化，提高對植物有效態磷素含量，促進植物的吸收。

圖8 不同裝液量對W6菌株溶磷量的影響Fig. 8 Effect of different liquid volume on the phospho-rus efficiency of strain W6

表2 接種菌株W6對土壤磷素形態的影響Table 2 Effects of innoculated strain W6 on the forms of phosphorus

2.4.2 接種菌株W6對小麥根系的影響 與CK處理相比較（表3），接種 W6菌株的根長、根表面積、根體積、根尖數、根直徑分別顯著增加了66.8%、57.0%、50.0%、13.6%和9.1%，說明施加菌株W6對小麥根系的生長具有明顯的促進作用。

2.4.3 接種菌株W6對小麥植株的影響 與CK處理相比較，接種菌株W6后，小麥的干重，株高、全氮、全磷及全鉀含量分別顯著增加了70.5%、32.1%、24.7%、94.2%和34.4%，其中干重、全磷和全鉀分別達到了極顯著水平（表4），表明接種菌株W6能夠增加小麥干物質積累量及養分含量，提高小麥對養分的吸收以及利用效率，從而促進小麥植株生長。

表3 接種菌株W6對小麥根系的影響Table 3 Effects of strain W6 on the root system of wheat

表4 接種菌株W6對小麥植株的影響Table 4 Effects of strain W6 on wheat

3 討論

土壤中能夠分解和轉化難溶性磷化合物的溶磷菌的種類和數量很多也很復雜，并且受到根際微域環境的影響而呈現明顯的根際效應［4，19］。一般認為，溶磷真菌在數量上明顯少于溶磷細菌，真菌溶磷能力通常比細菌強［20-21］。Oliveira 等［22］從玉米根際土壤中分離出了45 株高效溶磷菌，通過研究其溶磷效率發現，細菌（主要為芽孢桿菌屬和伯克氏菌屬）對磷酸鈣的溶解能力較真菌強，而真菌則對磷酸鋁、植酸和卵磷脂具有較強的溶解能力。Yadav等［23］從印度干旱和半干旱地區土壤中分離出七株真 菌（Aspergillus、Emmericella 和 Penicillium 屬 ），其24 h培養時間內水解甘油磷酸鈉和植酸鈣鎂的能力分別達 到 2.12 μg/min·g-4.85 μg/min·g和 0.92 μg/min·g-2.10 μg/min·g。Pérez 等［24］分 離 得 到了幾株具有不同磷酸鈣溶解活性的異養菌，其中最高效的菌株在液體培養下對磷酸鈣溶解能力達到近0.05 mg/min·mL。Acevedo在哥倫比亞油棕櫚樹分離的真菌PSF-25通過3 d培養對磷酸三鈣溶解率達到82%，細菌PSB-08培養1 d后對磷酸三鈣溶解率達到54%［25］。伯克氏菌屬菌株B5在液體培養基中培養10 d 后，溶解了58.5%的磷酸三鈣［22］。且由于土壤環境的差異，不同種植作物下的溶磷菌類型亦存在差異［26］。

芽孢桿菌作為土壤微生態的優勢群種之一，具有抗逆性強且耐存儲等特點，有益于其在土壤環境中的生存與定殖［27-28］，土壤中具有溶磷功能的芽孢桿菌被廣泛研究。Tao 等［29］從土壤中分離出10 株具有溶磷活性的蠟狀芽孢桿菌和巨大芽孢桿菌，發現其在培養條件下對有機磷礦化活性達13.8 μg/mL-62.8 μg/mL。錢婷等［30］分離出的巨大芽抱桿菌ZS-3無機磷分解能力較強，其溶磷能力達188 μg/mL。

華北黃泛平原的主要土壤類型是潮土，土壤母質為近代河流沖積物［31］，其砂質潮土結構疏松，保肥保水性能差［32］，是河南省主要中低產土壤之一。磷肥施入到土壤后，磷素易被固定，利用率低［1，33］。潮土母質起源于西北黃土高原，多系富含碳酸鈣的黃土性沉積物，導致土壤有效磷虧缺，土壤缺磷已成為作物產量的限制因素。本實驗從砂質潮土小麥玉米輪作區土壤中分離得到的芽孢桿菌（Bacillus flexus）W6顯示了高效的溶磷效果，培養4 d后溶溶磷酸三鈣達到8.9%，在石灰含量較高的潮土中有助于土壤固定態磷的解吸，為作物提供有效磷。實驗培養條件下，W6最大溶磷量達到447 mg/L，與同樣以磷酸三鈣為磷源培養下枯草芽孢桿菌溶磷量（449.1 mg/L）相似［34］。萬璐等［35］在以磷酸鈣為唯一磷源的液體培養基接種溶磷細菌ZB0211，培養3 d后菌株對磷的轉化率最高可達8.0%，其溶磷效率與本研究相似。

土壤接種高效溶磷微生物可以顯著促進植物生長或提高作物產量與養分吸收。施用溶磷菌劑可以提高土壤氮磷含量，充足的氮磷營養使小麥根系碳同化作用更旺盛，碳水化合物積累更多，提高小麥的抗逆性，改善產品質量的同時增加產量［36］。萬兵兵等［37］的研究表明，在盆栽條件下種植玉米并接種短小芽胞桿菌（Bacillus pumilus），與對照相比，玉米植株干重增加120.08%，植株磷含量增加66.33%。花生盆栽實驗中貪噬菌屬（Variovorax sp.）的接種使花生根系伸長變粗，土壤中有效磷含量提升了18.14%，花生全磷含量提高了171.43%，地上部鮮重增加了44.78%［38］，彎曲芽胞桿菌（Bacillus flexus）的接種同樣能顯著提高土壤中速效磷的含量，提高花生的生物量［39］。小麥接種草酸青霉菌屬（Penicillium oxalicum）C2，幼苗在生長28 d后，相比未接菌的植株，小麥根長增加了31.25%，根重增加了28.33%，生物量增加了16.67%，小麥根中磷濃度增加了46%，莖中磷濃度增加了28.02%，土壤中的可溶磷含量占土壤全磷比例增加了1.77%［40］。姜瑛等［38］報道，接種固氮解磷菌JX14的花生，根系總長提高了1.61倍，鮮重、株高分別增加44.78%、14.10%。本研究表明，接種 W6菌株的小麥生長30 d后，根長、根尖數、根直徑分別增加了66.8%、13.6%、9.1%，小麥的干重，株高、全磷含量分別顯著增加了70.5%、32.1%和94.2%，促生效果顯著，可能是因為砂質潮土養分含量低，CK處理生長緩慢，W6菌的加入使得土壤氮磷含量增加導致小麥幼苗增長迅速。

本研究運用Hedley法對接W6菌以及不接菌的土壤進行磷素分級后發現，在接種菌株后的土壤HCl-P和濃H2SO4-P的含量降低而H2O-P、NaHCO3-P、NaOH-P等形態的磷素含量升高，表明菌株W6能夠將砂質潮土中的難溶性磷素轉化為有效性較高的磷素。微生物降解難溶性無機磷主要是由于：（1）土壤微生物在其代謝過程中可分泌多種有機酸，如草酸、琥珀酸、延胡索酸、羥基乙酸、乳酸和檸檬酸等，一方面降低了培養介質的pH ；另一方面，有機酸與Ca2+、Fe3+、Fe2+和Al3+等離子螯合而使難溶性磷酸鹽溶解。（2）微生物在其代謝過程中產生CO2或分泌質子，使培養介質的酸度提高，從而促進磷礦物溶解［10］。研究者認為，微生物產生了低分子量有機酸，如草酸、檸檬酸等，較為明顯的特征是培養基pH明顯下降，這些有機酸能增強可變電荷礦物的溶解，從而釋放吸附的磷。溶磷微生物溶解難溶性磷酸鹽是一個長期的動態變化過程，微生物不斷地生長、繁殖，并分泌有機酸和磷酸酶，使難溶磷不斷地釋放出來。當微生物死亡后，微生物機體中的有機磷又重新以有效磷形式被釋放出來，不斷提供可被吸收利用的磷［10］。

4 結論

本實驗從砂質潮土小麥根際土壤中篩選到一株優質高效溶磷菌株W6，培養4 d后該菌株的溶磷量為 447 mg/L（磷源 5 000 mg/L Ca3（PO4）2）。通過傳統的細菌形態和生理生化特征以及16S rDNA基因序列分析，鑒定W6為彎曲芽孢桿菌（Bacillus flexus）。該彎曲芽孢桿菌（Bacillus flexus）菌體的最佳培養時間20 h，最佳pH為6.0，最佳裝液量為75 mL/250 mL，最佳碳源為木糖，最佳氮源為硝酸鉀。該菌株能夠增加土壤中水溶態磷、碳酸氫鈉態磷等有效態磷素的含量，降低難溶性態磷素含量，從而促進磷素形態由難溶性向有效性進行轉化，提高小麥對磷素的吸收及利用效率，促進了小麥根系的生長發育，使小麥植株長勢明顯優于對照。