釀酒酵母F15 和CC17 共接種發酵對赤霞珠葡萄酒品質及感官特性的影響

金洪偉，梁恒宇 ，郭 坤5,，蘇 寧，王加友，田 甜

（1.深圳市光明區疾病預防控制中心，廣東深圳 518106；2.中國中化集團有限公司沈陽化工研究院生物與醫藥研究所，遼寧沈陽 110021；3.武漢生物技術研究院湖北省合成微生物技術工程實驗室，湖北武漢 430075；4.武漢大學藥學院組合生物合成與新藥發現教育部重點實驗室，湖北武漢 430071；5.齊齊哈爾市食品藥品檢驗檢測中心，黑龍江齊齊哈爾 161005；6.中糧華夏葡萄酒有限公司，河北昌黎 066600）

釀酒酵母是決定葡萄酒品質的關鍵因素之一[1]。然而，工業上長期使用少數商業酵母菌株不僅降低了葡萄酒加工環境中微生物的多樣性[2]，還減少了葡萄酒的特色和復雜性[3]，造成產品“同質化”問題[4]。為了適應不斷變化的市場和消費者對不同風格葡萄酒的追求，葡萄酒制造商需要通過釀造出品質卓越而風格獨特的酒來吸引日益擴大的消費群體，并在激烈的競爭中保持市場地位[5]。

葡萄酒地域性差異得到廣泛研究，越來越多的結果表明葡萄酒釀造過程中使用本土優良酵母是強化成酒個性風味的有效方法之一[6-7]。遺傳背景不同的菌種或菌株因代謝框架差異賦予葡萄酒不同的風味和官感[8-9]，近年來通過釀酒酵母與非釀酵母（non-Saccharomyces）或不同釀酒酵母菌株混合發酵釀造葡萄酒成為人們的關注熱點[10-11]。然而非釀酵母的安全性、可控性及其功能特性尚需大量研究[12]。因此，利用具有不同代謝框架釀酒酵母菌株進行共接種發酵，以改善葡萄酒的風味和香氣成分，是當前的研究重點。研究表明混合發酵過程中不同釀酒酵母菌株之間的相互作用會影響菌株代謝[13]。Cheraiti 等發現葡萄酒混合培養過程中不同釀酒酵母屬菌株間的相互作用能影響生物量、發酵模式、代謝物積累以及氧還電勢水平，表明不同菌株之間存在著代謝流交換[14]。而這些相互作用和物質交換是使所釀葡萄酒產生與單一菌株發酵不同代謝框架的基礎[15]。最近研究表明，高氮源同化速率可能是混合發酵時不同釀酒酵母菌株強化自身競爭能力的一種額外策略，因此在選擇混合發酵的菌種時應將氮源利用能力作為篩選標準之一[16]。研究證明利用不同的釀酒酵母菌株進行共發酵可以調整或改變葡萄酒的香氣組成[17]，并在一定程度上避免因單菌株發酵產生的一些發酵缺陷[18]。朱娟娟等對F9 和F33 兩株商業釀酒酵母菌株單發酵和混合發酵過程中理化指標、顏色色調、香氣組分和抗氧化特性進行研究，發現混菌接種后發酵啟動速率較單菌種快，顯著降低總糖含量，且抗氧化性顯著提升[19]。然而，對不同釀酒酵母菌株共接種發酵釀造葡萄酒仍需更多深入研究，關于該模式對葡萄酒代謝框架和感官品質影響的認識也十分有限[20]。現有的研究集中在商業釀酒酵母之間的混合發酵，而尚未見利用商業酵母與中國本土優良釀酒酵母菌株進行共發酵的報道。

F15 是我國葡萄酒釀造行業常用的商業釀酒酵母菌株，F15 菌株的廣泛使用造成葡萄酒產品品質趨同且缺乏個性[21]。CC17 是從我國河北省昌黎縣葡萄酒產區自然發酵葡萄汁中篩選得到的優良本土釀酒酵母[21]。此前研究業已證明F15 和CC17 具有明顯不同的遺傳背景[21]和代謝特點[22]。而通過與本土酵母進行共接種發酵可能會改善葡萄酒的品質和感官特性。本研究以F15 和CC17 單獨發酵為對照，對F15 和CC17 共接種發酵釀造赤霞珠葡萄酒酒精發酵過程中比重、溫度、殘糖、乙醇、總酸、pH、花青素、單寧、總酚、色度和色調的變化進行了監測，發酵結束后又分別對酒的香氣成分和感官特性進行了測評，旨在為工業上開展商業酵母與本土野生釀酒酵母共接種發酵研發和生產提供理論基礎。

1 材料與方法

1.1 材料與儀器

赤霞珠葡萄 取自2018 年河北省昌黎縣，接種前葡萄汁的基本理化指標為：總糖含量203.2±1.4 g/L，總酸為9.13±0.21 g/L，初始pH 為3.37，色度為5.29±0.64，花青素為0.31±0.02 g/L，單寧為0.66±0.03 g/L，總酚0.98±0.05 g/L；釀酒酵母CC17（CGMCC3284）

中國普通微生物菌種保藏管理中心；商業釀酒酵母F15、果膠酶（AR2000，活力＞20000 U/g）法國Laffort 公司；4-甲基-2-戊醇（色譜純，含量≥99%）美國Sigma 公司；甲醇、乙腈 德國Merck 公司（色譜純，含量≥99%）；YEPD 培養基 葡萄糖20 g/L、蛋白胨20 g/L、酵母抽提物10 g/L，固體添加15 g/L 瓊脂，實驗室自制。

頂空固相微萃取（head space solid-phase microextractions，HS-SPME）操作平臺、磁力恒溫加熱攪拌器、57330-U 型SPME 手動進樣手柄、57348-U 型固相微萃取頭 美國Supelco 公司；GCMS 6890-5975B 氣相色譜-質譜（gas chromatographymass spectrometry，GC-MS）聯用儀、HP-INNOWax Polyethylene Glycol（60 m×250 μm×0.25 μm）毛細管色譜柱 美國Angilent 公司；紫外可見分光光度計 北京普析通用儀器有限責任公司；1.2 噸雙層不銹鋼發酵罐 昌黎縣金馬不銹鋼經銷處；ALFA7 除梗破碎機 意大利Siprem 公司。

1.2 實驗方法

1.2.1 種子的活化和培養 取出凍存菌株于YEPD固體培養基上劃線培養48 h，挑取單菌落接種50 mL 液體培養基，200 r/min 振蕩培養12 h，再以1%接種量轉接于1 L YEPD 液體培養基中靜置培養，培養溫度均為30 ℃。接種前用血球計數板對種子液進行酵母細胞計數，確定接種量。

1.2.2 酒精發酵 葡萄除梗破碎后以300 kg/罐的量分裝發酵罐中，添加果膠酶（20 mg/L）和SO2（60 mg/L），接種釀酒酵母并用泵打循環混勻。F15 和CC17 分別以2×106CFU/mL 的量接種進行單菌株發酵；F15 和CC17 按1:1 比例共接種發酵，總接種量也為2×106CFU/mL。每日早、晚兩次打循環后取樣監控發酵液的比重和溫度。當比重不再下降時視為酒精發酵結束。每組有兩個平行發酵罐。

1.2.3 主要理化指標測定 發酵過程中每12 h 使用比重計和溫度計測定發酵液的比重和料液溫度；每24 h 按GB/T 15038-2006 所述方法對發酵液的殘糖、乙醇、總酸和pH 進行監測[23]；每48 h 對發酵液的色度、色調、花青素、單寧和總酚含量進行測定。酒樣經0.45 μm 濾膜過濾，用pH3.0 的磷酸氫二鈉-檸檬酸緩沖液稀釋10 倍后待用[24]。色度測定是將稀釋樣品倒入1 cm 比色皿中，在波長420、520、620 nm下分別測定其吸光值，三者之和即為該樣品的色度[25]。色調為420 nm 與520 nm 吸光值之比[26]。花青素、單寧和總酚分別按亞硫酸脫色法、Folin-Denis比色法和Folin-Ciocalteu 比色法進行測定[24-26]。

1.2.4 揮發性香氣物質測定 利用HS-SPME 提取香氣物質[7]。GC 條件為：手動進樣，不分流模式，40 ℃保持5 min，再以3 ℃/min 的速度升溫至200 ℃，保持2 min，氦氣載氣流速為1 mL/min[7]。MS 條件為：質譜接口溫度為280 ℃，離子源溫度為230 ℃，電離方式EI，離子能量70 ev，質量掃描范圍為20～350 u[7]。利用NIST 107 標準譜庫自動檢索各組分質譜數據，根據化合物結構特征與NIST11s.lib 譜庫中標準化合物的圖譜進行比較判別化合物類型。采用內標法進行定量分析[21]。

1.2.5 感官評價 感官評價參照文獻[21]進行。感官評價室溫度在19±1 ℃，8 名感官評價員（4 男4 女）分別對葡萄酒樣品的顏色、香氣（花香、果香）、口感（酸感、酒體和收斂性）和滋味（典型性、協調性和復雜性）按8 個檔次1 至10 分（1～3 分，可排除；3～4 分，有缺陷；4～6 分，普通；6～7 分，良好；7～8 分，好；8～9，非常好；9～10，卓越）進行隨機感官評價和打分。感官評價結束后收集打分卡結果進行統計分析。

1.3 數據統計與分析

采用SPSS 16.0 軟件（SPSS Inc.,USA）對數據進行統計分析。

2 結果與分析

2.1 比重和溫度的變化

釀酒酵母酒精發酵致使葡萄汁比重持續下降，而溫度則先持續上升而后持續降低（圖1）。圖1 表明共發酵比重的變化曲線介于F15 和CC17 單菌株發酵之間。接種24 h 后，比重下降和溫度上升幅度加快，尤其是CC17。在前72 h，共發酵組比重下降與溫度上升趨勢與F15 相近，而與CC17 差異明顯；而72 h 后，共發酵組的比重和溫度變化曲線開始介于F15 和CC17 之間，并逐漸靠近CC17。共發酵組和CC17 單發酵組在120 h 后比重停止下降，表明這兩組乙醇發酵結束；而F15 單發酵組比重直到144 h后才停止下降，其發酵結束的時間較CC17 和共發酵組晚24 h。三組發酵液最高溫度均達到23.5±0.2 ℃，CC17 發酵溫度峰值出現在60 h，比共發酵和F15 單發酵組早12 h。

圖1 酒精發酵過程中比重和溫度的變化Fig.1 Changes of specific gravity and temperature during fermentations

2.2 殘糖和乙醇含量的變化

圖2 顯示酒精發酵過程中殘糖含量持續下降而乙醇含量持續增加。在24 h 至120 h 之間，對所有采樣節點殘糖含量測定結果均為F15＞F15+CC17＞CC17，相反的乙醇含量均為F15＜F15+CC17＜CC17；發酵144 h 后所有組殘糖下降和乙醇增加幅度明顯趨穩；發酵168 h 之后三組發酵液中殘糖含量均降至4.0 g/L 以下，而乙醇含量均達到11%左右；192 h 后F15、F15+CC17 和CC17 三組葡萄酒中殘糖含量分別為2.7、2.5 和3.4 g/L，而乙醇含量分別達到11.06%、11.11%和11.23%。從圖2 可知，共發酵組殘糖和乙醇變化曲線均介于F15 和CC17 單發酵之間，這表明采取共發酵模式酵母碳源利用速率以及主代謝產物乙醇積累速率介于兩種單菌株之間。

圖2 酒精發酵過程中殘糖和乙醇含量的變化Fig.2 Changes of sugar and ethanol contents during fermentations

2.3 總酸和pH 的變化

葡萄汁中主要包括酒石酸、蘋果酸和檸檬酸，而經過酵母菌代謝常使葡萄酒中積累琥珀酸和丙酮酸。酸的含量和組成對葡萄酒的pH、色度、酸度、口味平衡性及發酵過程中微生物的活力均有非常重要和直接的影響[1]。

從圖3 中可以看出，發酵48 h 后，F15 單發酵與CC17 單發酵和雙菌株共發酵中總酸含量差異顯著。酒精發酵24 h 后，三個發酵組總酸均略有增加。在前72 h，各組總酸含量均呈升高趨勢，但F15 單發酵組總酸增加幅度低于共發酵組和CC17 單發酵組，在72 h 時F15 單發酵組總酸含量達到最大（10.03 g/L）；在發酵至96 h 后CC17 單發酵組和共發酵組總酸也均達到峰值，此后略有下降但幅度不大，而F15 則開始持續緩慢下降。共發酵組總酸的變化趨勢與CC17 基本一致，但在24 h 后共發酵組每個采樣節點的總酸均顯著低于CC17 單發酵組（P＜0.05）。192 h 時，F15、F15+CC17 和CC17三個發酵組總酸含量分別為9.11、11.31 和12.11 g/L。此前研究證明本土釀酒酵母CC17 和商業菌株F15在葡萄酒釀造過程中非揮發性有機酸的代謝框架區別明顯[21]，CC17 產琥珀酸較高是該菌株的特點之一[22]。上述數據表明混合發酵下調了CC17 單發酵時的產酸能力。

圖3 發酵過程中總酸的變化Fig.3 Changes of total acids during fermentations

發酵過程中pH 變化波動較大（圖4），這與前人結論類似[5]。F15 單發酵組pH 在發酵的前24 h 無變化，48 h 升高至3.66，72 h 時又降至3.61，96 h 時又再次升高至3.66，隨后pH 緩慢上升至144 h 時最高的3.77，168 h 后又微降至3.72 并穩定至192 h。CC17 單發酵組pH 變化情況與F15 不同，在前72 h其pH 呈緩慢下降趨勢（從0 h 的3.63 降至72 h 的3.58），96 h 時其pH 又回升至3.63，120 h 又微降至3.61，而 144 h 又增至3.66，168～192 h 穩定在3.64。F15+CC17 共發酵pH 變化模式與CC17 相似，0～72 h 該組pH 從3.63 降至3.57，96 h 時陡增至3.66，120 h 又降至3.63，144 h 為3.67 并穩定至192 h 實驗結束。整個過程中，除24 和72 h 外，共發酵組pH 均值均處于F15 和CC17 兩組pH 之間，這應該是雙菌株共發酵組總酸介于兩種釀酒酵母單菌株發酵之間引起的。而整個酒精發酵過程中pH 變化的波動很有可能是不同時期菌株有機酸代謝產物差異造成的，具體原因需深入研究。

圖4 發酵過程中pH 的變化Fig.4 Changes of pH during fermentations

2.4 色度和色調的變化

色度監測結果表明，在整個發酵過程中F15 單發酵組和CC17 單發酵組存在差異，而共發酵組色度變化則與CC17 更為相似（圖5）。在發酵144 h 前三個發酵組色度均穩定上升，F15 單菌株組、F15+CC17 共發酵組和CC17 單菌株組的色度分別為7.96、9.13 和9.56；但192 h 的測定結果顯示F15 單菌株組色度出現了明顯降低（7.82），而共發酵組與CC17 單發酵組色度值則分別繼續上升至9.57 和10.26。與葡萄汁相比，192 h 后F15 單發酵組、F15+CC17 共發酵組和CC17 單發酵組的色度分別提高了1.40、2.05 和2.11 倍。

圖5 發酵過程中色度的變化Fig.5 Changes of color intensity during fermentations

色調是檢測葡萄酒樣品色度時420 nm 波長（黃色）與520 nm 波長（紅色）測定值的比值，該值越高表明酒的色調越偏向黃色，越低酒的色調越偏向于紅色[26]。從感官評定的角度分析，消費者更青睞偏向紅色調的酒[27]。圖6 結果顯示，以48 h 為時間節點，三組發酵葡萄汁色調變化均呈現先下降再緩慢上升的趨勢。這表明在48 h 后發酵葡萄汁的色調逐漸偏向黃色。48 h 后共發酵組色調均低于F15 和CC17 兩個單發酵組，而CC17 單發酵組則低于F15 單發酵組。這一結果表明，采用商業酵母F15 和野生酵母CC17 共發酵能夠使葡萄酒趨向紅色調。這可能是因為共發酵組花青素含量較高[28]。

圖6 發酵過程中色調的變化Fig.6 Changes of color hue during fermentations

2.5 花青素、單寧和總酚含量的變化

不同的酵母菌株對葡萄皮中花青素的溶出率和葡萄酒中吡喃花青素的降解能力不同[28]。如圖7 所示，在發酵的前96 h 三組中花青素含量變化均不明顯，但144 h 后三組中花青素含量均出現明顯上升。發酵至192 h 時，花青素含量均值的高低順序分別為：F15+CC17 共發酵組（0.60 g/L）、F15 單發酵組（0.56 g/L）和CC17 單發酵組（0.53 g/L），統計結果看三者之間無顯著性差異（P＞0.05）。這在一定程度上解釋了為什么共發酵組色調偏向紅色的內在原因。

圖7 發酵過程中花青素含量的變化Fig.7 Changes of anthocyanins contents during fermentations

葡萄酒中的單寧含量不僅與酒體、收斂性等感官屬性高度相關，而且在葡萄酒的釀造過程中對酒的顏色和口感起重要影響[26]。不同釀酒酵母菌株所釀酒中單寧含量存在差異，而這種差異會影響成酒的色度、色調和收斂性[29]。本研究結果（圖8）顯示，發酵至48 h，三組中單寧含量變化均不顯著且組間差異不大（P＞0.05）。發酵至96 h，F15 單發酵組單寧含量仍無明顯變化，而共發酵組和CC17 單發酵組單寧含量明顯增加，且后者增加幅度更明顯。發酵至144 h，三組單寧含量均出現大幅增加，按含量高低排序為CC17組＞F15+CC17 組＞F15 組。至192 h 時，三組單寧含量均進一步增加，高低次序仍為CC17 組＞F15+CC17 組＞F15 組，此時三組葡萄酒中單寧含量分別為2.13、1.92 和1.43 g/L，較0 h 相比分別增加3.18、2.95 和1.97 倍。

總酚含量變化趨勢與單寧基本一致，均隨時間延長而增加（圖9）。初始0 h 時葡萄汁總酚含量均值為0.98 g/L。發酵至48 h，三組中總酚變化不大且組間差異不顯著（P＞0.05）。至96 h，F15 單發酵組總酚含量均值略有增加，而共發酵組和CC17 單發酵組總酚含量有不同程度增加，同樣CC17 組增加幅度更明顯。144 h 后，三個發酵組的總酚含量均出現明顯增加，按高低排序為CC17 組＞F15+CC17 組＞F15 組。發酵至192 h，三個組總酚含量均略微增加，但高低次序仍為CC17 組＞F15+CC17 組＞F15組，此時三組葡萄酒中總酚含量分別為2.71、2.37 和2.05 g/L，與0 h 相比分別增加了2.77、2.42和2.09 倍。

圖9 發酵過程中總酚含量的變化Fig.9 Changes of total phenol contents during fermentations

2.6 發酵結束后主要香氣物質分析

乙醇發酵結束后，利用HS-SPME GC-MS 對所有葡萄酒樣品進行香氣物質分析。表1 展示了對38 種香氣物質的定量結果，其中包括20 種酯（乙醇酯9 種、乙酸酯6 種及其他酯類5 種）、12 種高級醇、4 種揮發性有機酸和2 種羰基化合物。

表1 發酵結束后葡萄酒中主要香氣物質的含量Table 1 Aroma contents of wines after fermentations

除月桂酸乙酯外，共發酵組樣品中其他直鏈脂肪酸乙酯含量均略高于CC17 和F15 單菌株發酵。三組發酵中丁酸乙酯、己酸乙酯和總乙醇酯含量無顯著差異；F15 單發酵組和共發酵組辛酸乙酯含量顯著高于CC17；共發酵組壬酸乙酯、癸酸乙酯和3-羥基-丁酸乙酯的含量顯著高于單菌株發酵組，而9-癸烯酸乙酯的含量卻顯著低于單菌株發酵（P＜0.05）。共發酵組所有乙酸酯類物質的含量均處于F15 和CC17 單菌株發酵組之間。但是從統計分析結果看，共發酵組乙酸酯的組成框架與CC17 單發酵更為接近。共發酵組乙酸乙酯、乙酸己酯、乙酸異戊酯和總乙酸酯的含量與CC17 單發酵無差異，而與F15 單發酵差異顯著（P＜0.05）；乙酸辛酯、乙酸異丁酯和乙酸苯乙酯的含量則與CC17 和F15 均有顯著差異。F15 菌株總乙酸酯的產生能力（68972.3 μg/L）明顯高于共發酵（34630.6 μg/L）和CC17（31101.6 μg/L）。其他酯類中，共發酵組除己酸異戊酯和辛酸異丁酯的含量顯著高于CC17 外，其他組分之間并無明顯差異。

從表1 可以看到，共發酵組中庚醇、辛醇和癸醇的含量均介于F15 和CC17 單發酵之間且與單菌株發酵無明顯差異；而F15 單發酵組這三種直鏈脂肪醇含量顯著高于CC17。共發酵組中丁醇和異戊醇的含量顯著低于F15，卻與CC17 無差異。共發酵組甲硫基丙醇的含量與F15 無差異，但顯著高于CC17。異丁醇含量為F15 組＞F15+CC17 組＞CC17組，且兩兩之間差異顯著（P＜0.05）。其他幾種高級醇包括總高級醇的含量，三組樣品無顯著差異（P＞0.05）。

雙菌株共發酵與F15 單發酵相比乙酸含量顯著降低（P＜0.05），這一結果與此前研究不同[13]。但雙菌株共發酵產生的己酸和辛酸的量顯著高于F15，而與CC17 無顯著差異。共發酵組癸酸含量均值高于F15 和CC17 單發酵，但差異不顯著。共發酵組總揮發性有機酸含量顯著高于F15，而與CC17 差異不顯著（P＞0.05）。共發酵組2,6-二甲基-4-庚酮的含量顯著高于F15 和CC17。而另外一種羰基類化合物庚醛，共發酵組則顯著低于單發酵組（P＜0.05）。

2.7 感官評價結果

從圖10 可以看出三組葡萄酒感官特性具有差異。顏色評分結果，F15+CC17 雙菌株發酵組介于兩單菌株發酵之間。統計結果表明，CC17 單發酵組與共發酵組顏色特性評價均為“卓越”，而F15 單發酵評價為“非常好”。這一結果與CC17 單發酵組和共發酵組色度較高相對應。三組發酵果香和花香兩項香氣特性指標均為“卓越”。果香評分均值F15+CC17＞CC17＞F15，這可能是共發酵組部分乙醇酯和揮發性有機酸含量較高造成的；花香評分F15＞F15+CC17＞CC17，這可能是F15 單發酵組乙酸酯含量較高引起的。口感特性有酒體、酸味和收斂性三項指標。三組葡萄酒酒體的評價均為“非常好”且組間無明顯差異，均值比較結果為F15+CC17＞CC17＞F15，這可能是共發酵組和CC17 單發酵組總酸和單寧含量較高引起的。三組樣品酸味評分差異顯著（P＜0.05），CC17 單發酵組僅為“好”，而共發酵組和F15 單發酵組均為“非常好”。這也證明通過共發酵能夠有效改善CC17 菌株酒酸味較重的缺陷。對三組葡萄酒收斂性的評價結果均為“卓越”，但CC17 和共發酵組的評分高于F15，這可能是因為前兩者總酚和單寧含量較高。

圖10 葡萄酒感官評價得分Fig.10 Score plot for sensory evaluation of wines

對葡萄酒的整體評價有典型性、協調性和復雜性三項指標。F15 所釀葡萄酒的典型性評分顯著低于CC17 單發酵和共發酵組（P＜0.05）。從圖10 上也可以看出，對CC17 單發酵組和共發酵組典型性這一感官特性的評價均為“卓越”，而F15 僅為“好”。協調性評分均值排序為F15+CC17＞F15＞CC17，三組酒的協調性評價結果分別為“卓越”、“非常好”和“好”。而對復雜性的評分均值排序為F15+CC17＞CC17＞F15，三組葡萄酒復雜性的評價結果分別為“卓越”、“非常好”和“非常好”。

3 結論

F15 和CC17 菌株釀造特性具有顯著差異。菌株CC17 較F15 起酵快、發酵能力強，所釀葡萄酒總酚、單寧含量高，顏色、收斂性和典型性明顯好于F15，但CC17 單發酵時酒中總酸較高，導致所釀酒口味較酸。商業酵母F15 所釀葡萄酒雖無明顯缺陷，但因總酚、單寧含量較低，典型性、復雜性和收斂性均顯著遜于CC17。采用F15+CC17 共接種發酵，葡萄汁比重和溫度變化模式在72 h 前與F15 相似，而72 h 后則與CC17 趨近；殘糖、乙醇、總酸、pH、單寧、總酚和色度的變化始終介于兩種單發酵監測值之間。經雙菌株共發酵后，葡萄酒的香氣輪廓也發生改變，某些酯類、高級醇、揮發性酸和羰基類化合物變化顯著。與F15 單發酵相比，共發酵能夠提高葡萄酒中單寧、總酚、部分揮發性香氣物質含量和色度，提升葡萄酒顏色、酒體、收斂性和典型性等感官特性；與CC17 單發酵相比，共發酵能明顯降低總酸，提高pH，增加大部分香氣組分，改善了酒的酸味和協調性。此外，共發酵對葡萄酒的色調和香氣起到調諧作用，對葡萄酒整體的協調性和復雜性有顯著改善。本研究數據和分析為今后在生產實踐中開展商業酵母和本土釀酒酵母菌株共接種發酵釀造葡萄酒工藝研究提供了參考。