基于3DEEM-PARAFAC的短期稻蝦共作土壤DOM熒光光譜分析

蘇良湖 王賽爾 紀榮婷 劉臣煒 陳梅 張龍江

摘要： 稻蝦共作模式已在中國長江中下游地區廣泛應用。為研究短期稻蝦共作對土壤溶解性有機物（DOM）組成和腐殖化的影響，采用三維熒光光譜耦合平行因子法（3DEEM-PARAFAC）分析土壤DOM熒光組分和各組分變化規律，利用腐殖化指數（HIX）、腐殖酸與色氨酸熒光比值（A∶T）、新鮮指數（β：α）、McKnight熒光指數（MFI）、Y型熒光指數（YFI）等多種熒光光譜指數表征DOM腐殖化程度，并通過皮爾遜相關系數進行相關性分析。研究發現，土壤DOM包括3個熒光組分，C1為較低相對分子質量的腐殖質類物質，C2為較高芳香度的UVC類腐殖質，C3為酪氨酸類物質，未發現高相對分子質量腐殖質類物質。在0～20.0 cm表層土壤中，C1、C2組分熒光強度隨采樣時間的推遲呈先上升后下降趨勢，峰值出現在水稻分蘗期或抽穗期，而C3組分熒光強度無明顯變化規律。皮爾遜相關系數分析結果顯示，腐殖質類物質C1熒光強度與C2熒光強度呈顯著正相關性（r=0.99，P<0.001），蛋白質類物質C3熒光強度與其他熒光指數（強度）相關性均較弱（r<0.40）。HIX與C1熒光強度、A∶T呈顯著正相關，均可被線性函數擬合。相較于MFI，YFI更能反映土壤中DOM的腐殖化變化特性，YFI與HIX可被指數函數較好擬合。研究認為，短期稻蝦共作土壤的腐殖化特征主要受內源有機質降解影響，而受外源蛋白質類物質輸入的影響較小，且難以通過分析溶解性有機碳含量來監測土壤有機質腐殖化程度。

關鍵詞： 稻蝦共作;土壤溶解性有機物（DOM）;三維熒光光譜（3DEEM）;平行因子（PARAFAC）分析

中圖分類號： S153.6 文獻標識碼： A 文章編號： 1000-4440（2021）03-0639-12

Fluorescence spectrometric analysis of dissolved organic matter（DOM） in soil from a short-term integrated rice-crayfish system based on 3DEEM-PARAFAC

SU Liang-hu， WANG Sai-er， JI Rong-ting， LIU Chen-wei， CHEN Mei， ZHANG Long-jiang

（Nanjing Institute of Environmental Sciences， Ministry of Ecology and Environment， Nanjing 210042， China）

Abstract： Integrated rice-crayfish system has been widely used in the middle and lower reaches of Yangtze River in China. To study the effects of short-term integrated rice-crayfish system on composition and humification of dissolved organic matter （DOM） from the soil， three-dimensional excitation emission matrix fluorescence spectroscopy coupled parallel factor method （3DEEM-PARAFAC） was used to analyze the fluorescence components and the changes of each component of soil DOM. Different fluorescence spectrum indexes including humification index （HIX）， ratio of humic acid fluoescence intensity to tryptophan fluorescence intensity （A∶T）， freshness index （β∶α）， McKnight fluorescence index （MFI）， Y-type fluorescence index （YFI） were used to characterize the degree of DOM humification. Pearson correlation coefficient was used to analyze the correlation. The results showed that three fluorescence components were identified from soil DOM， containing humic substances with low relative molecular weight （C1）， UVC humic substances with high aromatic degree （C2） and tyrosine-like substances （C3）， no humic substance with relative high molecular weight was found. In the surface soil of 0-20.0 cm depht， the fluorescence intensity of C1 and C2 components increased firstly and then decreased as the sampling time pastponed， the highest value appeared at the tillering or heading stage of rice， while no definite trend was found for the C3 component. Pearson correlation coefficient analysis demonstrated that the fluorescence intensity of humic substances C1 and C2 showed significant positive correlation （r=0.99， P<0.001）; the fluorescence intensity of protein substance C3 had weak relationship with other fluorescence indices （intensities） （r<0.40）. HIX showed significant positive correlation with the fluorescence intensity of C1 and A∶T， which could be fitted by a linear function. Compared with MFI， YFI had sufcient distinguishing capacity to characterize the humification process of DOM in the soil; YFI and HIX could be fitted well by an exponential function. It can be concluded from the study that the humification characteristics of the soil in the short-term integrated rice-crayfish system are mainly affected by the degradation of endogenous organic matter， but are less affected by the input of exogenous protein substances. It is hard to monitor the humification degree of soil organic matter by analyzing dissolved organic carbon content of the soil.

Key words： integrated rice-crayfish system;soil dissolved organic matter （DOM）;three-dimensional excitation emission matrix fluorescence spectrum （3DEEM）;parallel factor （PARAFAC） analysis

稻魚綜合種養是綠色生態的農漁發展模式，是漁業產業扶貧和助力鄉村振興的重要抓手，對促進穩糧增收和水產品穩產保供具有重要作用[1]。其中，稻蝦共作模式在中國發展迅速，在長江中下游地區被廣泛應用。據統計，近十年來中國克氏原螯蝦（Procambarus clarkii）產量快速增長，從2006年的1.31×105 t大幅躍升至2016年的8.52×105 t，占全球比例達83.6%～92.7%。2016年全國稻蝦共作面積約4.2×105 hm2[2]，主要分布在湖北、安徽、江蘇、江西、湖南等省。全國適宜稻蝦共作的面積高達4.5×106 hm2，占現有稻田總面積的15%，稻蝦共作的發展潛力巨大[2]。

稻蝦共作生態系統是一個以水稻為主體，以克氏原螯蝦為絕對優勢種群，以土壤為基礎，并結合水體養殖的生態系統，包括生物圈、土壤圈、水圈在內的生物與環境系統[3]。稻田生態系統中引入克氏原螯蝦，構成了比常規稻作生態系統更為復雜的食物鏈網絡結構[3]，克氏原螯蝦的飼料、糞便排放及活動改變了稻田生態環境，使得稻田生態系統結構與功能更復雜，提高了能量、水、肥等的利用率，增強了稻田生態系統的穩定性及抗外界沖擊的能力[4-5]。有研究結果顯示，在水稻穩產增產的前提下，稻蝦共作1 hm2化肥使用量減少48.46%，費用減少38.9%。1 hm2農藥使用量減少1.07 kg，且無需使用除草劑[6]。而且，稻蝦共作模式促進了系統中物質的循環，阻止了稻田物質流的外溢，使稻田生態系統從結構與功能上得到改善和提升[7]。

溶解性有機物（Dissolved organic matter，DOM）具有比固相有機質更多的活性點位，是土壤有機質中最活躍、最重要的組分[8]。DOM對土壤營養物質的活化、重金屬和有機污染物的遷移轉化等具有極其重要的作用[9]，并在微生物生長代謝、土壤有機質分解轉化等過程中發揮重要作用[10]。因此，解析稻蝦系統土壤DOM的變化規律具有重要意義。目前關于稻蝦共作的研究，主要聚焦在稻田土壤微生物群落結構[11-12]、線蟲[13]、土壤理化性質[5]、養分循環[14-15]、溫室氣體排放[16]等方面，對稻田土壤DOM影響的研究還較少，尤其是DOM熒光光譜特征的變化規律鮮有報道。與其他分析技術相比，三維熒光分析具有靈敏度高、選擇性強、信息量大等特點，可定性區分和定量測定DOM含量和組成特征。

為此，本研究采用三維熒光光譜耦合平行因子法（3DEEM-PARAFAC）分析土壤DOM熒光組分和各組分變化規律，利用多種熒光光譜指數表征DOM腐殖化程度，并通過皮爾遜相關系數分析各熒光指數（強度）的相關性，旨在揭示短期稻蝦共作模式下稻田土壤DOM組分、來源及其DOM動態變化過程，為稻蝦共作模式下土壤生態系統的健康發展及肥力培育提供理論依據。

1 材料與方法

1.1 試驗設計

試驗區位于生態環境部南京環境科學研究所黃山野外科研基地（安徽省黃山區三口鎮，30.24°N，118.39°E），屬亞熱帶季風性濕潤氣候，年均氣溫15.5 ℃，無霜期約220 d，年均降水量1 556 mm。2019年3月，參考湖南省地方標準《稻蝦生態種養技術規程（DB43/T 1381-2017）》，建設了1.36 hm2的稻蝦共作標準試驗田（160 m×85 m），主要建設內容包括土地平整、開挖“回”形溝、建設進排水設施、安裝防逃網和隔離網等。2019年6月底，移栽稻秧，按150 kg/hm2投放克氏原螯蝦幼苗。稻蝦共作系統中，不定期投放黃粉蟲及蟲糞分別作為克氏原螯蝦飼料和水稻肥料，不施加化肥或農藥（本研究稱為“有機稻蝦共作系統”）。以水稻生育期確定采樣時間，分別于移栽前（3月24日，T1）、水稻分蘗期（6月28日，T2）、水稻抽穗期（9月12日，T3）、水稻收獲期（11月19日，T4），在稻蝦共作試驗田取10個采樣點（沿水稻田長邊一側均勻分布取樣，S1～S10），同時在田塊附近常規水稻田選取2個采樣點（CK1、CK2），作為對照。分別采集各時期稻田0～40.0 cm土壤樣品，并按深度分為0～10.0 cm、10.1～20.0 cm、20.1～30.0 cm和30.1～40.0 cm，剔除可見的動植物殘體和石塊等雜質，放置于通風陰涼處風干。

1.2 分析方法

1.2.1 DOM提取和溶解性有機碳（DOC）測定 將所有土壤樣品風干并過40目篩，將5 g土壤樣品稱質量放入100 ml錐形瓶中，添加30 ml去離子水，土壤與水的質量比為1∶6[17]。將錐形瓶室溫下在搖床160 r/min振蕩3 h，靜置后將樣品通過0.45 μm微孔濾膜，即得到提取的DOM溶液。土壤的DOC含量利用濕式氧化法總有機碳分析儀（Aurora 1030C，美國OI分析儀器公司產品）測定。該分析儀由進樣針模塊、紅外CO2分析儀等組成。用0.2 ml的2 mol/L HCl酸化樣品（每次進樣1.0 ml），將酸添加步驟中釋放的CO2注入CO2分析儀。隨后燃燒樣品中任何殘留的碳，并通過差值獲得DOC含量。

1.2.2 三維熒光光譜分析 三維熒光光譜（Three-dimensional excitation emission matrix，3DEEM）采用吸收和三維熒光掃描光譜儀（Aqualog，美國HORIBA Jobin Yvon公司產品）分析，配以1 cm×1 cm石英熒光樣品池。Aqualog熒光光譜儀包含1個像差校正的雙光柵激發單色儀和1個發射檢測器。熒光掃描光譜儀以氙氣燈為激發光源，信噪比>20 000∶1。激發波長（Ex）范圍為211～618 nm，掃描間隔為3 nm。發射波長（Em）范圍為240～600 nm，采用電制冷CCD檢測器，掃描間隔為3.54 nm。對于熒光光譜測試，DOM提取液與超純水按照1∶4（體積比）稀釋。對測得的三維熒光光譜，采用Aqualog V3.6軟件處理數據，包括去除拉曼散射、消除一級二級瑞麗散射、內濾效應校正。內濾效應的校正公式如公式1所示：

Fideal=Fobs×10（AbsEx+AbsEm）/2（1）

其中，Fobs和Fideal分別為測量和校正后的熒光強度;AbsEx和AbsEm分別為激發波長和發射波長的吸光度。對處理后的三維熒光光譜，采用SOLO+MIA 8.6.1軟件（美國Eigenvector Research公司產品）進行平行因子分析，并通過核一致性診斷和半劈裂分析（Split-half analysis）驗證模型。由于熒光強度為負值在化學上是不可能的，因此將非負約束應用于模型參數[18]。通過OpenFluor在線數據庫（https：//openfluor.lablicate.com/）[19]設定Tuckers一致性系數為0.95，與相關研究結果比對，確定DOM的熒光組分。

1.2.3 熒光光譜指數 以校正后的熒光光譜計算不同熒光光譜指數（腐殖化指數、A∶T、新鮮指數、McKnight熒光指數、Y型熒光指數）。其中，腐殖化指數（HIX）指激發波長為254 nm時，發射波長在435～480 nm和300～345 nm處積分值（或平均值）的比值[20]。A∶T是腐殖酸與色氨酸熒光比值，由峰A[Ex（激發波長）=260 nm，Em（發射波長）=450 nm]與峰T（Ex=275 nm，Em=304 nm）強度之比計算[21]。新鮮指數（β∶α）是指Ex=310 nm時，Em在380 nm與420～435 nm內最大發射強度之比[21]。McKnight熒光指數（MFI）是Ex=370 nm處激發時，Em在450 nm與500 nm的熒光強度比值[22]。Y熒光指數（YFI）是Ex=280 nm處激發時，Em在350～400 nm與400～450 nm內平均熒光強度的比值[23]。

2 結果與分析

2.1 土壤DOM平行因子分析

對稻蝦共作田樣品（160個）和常規水稻田樣品（32個）的土壤DOM分別進行平行因子（PARAFAC）分析，建立組分數量為3～10個的PARAFAC模型。研究發現，稻蝦共作田和常規水稻田土壤的DOM熒光組分特性無明顯差異，均包括3個有效熒光光譜組分。為比較常規水稻田和稻蝦共作田DOM各組分熒光強度的變化趨勢，對采集的所有土壤樣品（共計192個）統一進行PARAFAC分析，并使用核一致性診斷和半劈裂分析驗證組分數量的正確性。模型分析結果顯示，構建的PARAFAC模型穩健;半劈裂分析結果顯示，與總體模型相似度達96.9%。3種熒光組分（標記為C1，C2和C3）的代表性熒光光譜和熒光光譜負載如圖1所示。這些成分屬于腐殖質類（C1、C2）和酪氨酸類（C3）化合物，通常存在于土壤、水中。其中，C2的激發和發射負載中具有較大的重疊光譜（>120 nm），這表明C2具有更為復雜的DOM組成[24]。

2.2 EEM-PARAFAC組分熒光強度變化規律

EEM-PARAFAC各熒光組分的表征，對了解稻蝦共作系統土壤DOM的演變特征具有重要意義。不同深度土壤（0～40.0 cm）DOM熒光成分的最大熒光強度（Fmax）的變化規律如圖2、圖3、圖4所示。由圖2、圖3、圖4可以看出，在4次采集的土壤樣品中，不同深度土壤的腐殖酸類和蛋白質類物質的分布均沒有明顯規律。這顯然與本研究中地塊被激烈擾動密切相關。在稻蝦共作系統建立過程中，需對面積不等的小田塊進行開挖、平整等作業。在此過程中，由于土壤被激烈擾動，不同深度土壤的DOM規律性較差。而且，由于擾動過程中，原農田的纖維素類物質（雜草等）可能被翻拋到土壤底層，進而被緩慢腐殖化，這也將影響土壤DOM隨深度的變化規律。

在有機稻蝦共作系統中，所有樣品不同深度的土壤DOM的C1組分和C2組分變化規律均一致，這表明該區域土壤DOM的2種腐殖酸類物質C1和C2具有類似來源及發生類似生化反應。在有機稻蝦共作系統10.1～20.0 cm的土壤樣品層，腐殖酸類物質熒光強度隨采樣時間的推遲呈現先上升后逐漸下降的趨勢（除S4樣品），表層土壤（0～10.0 cm）腐殖酸類物質熒光強度也主要呈現類似規律。這表明，插秧前土壤中含有的有機質物質進一步腐殖化，以及在水稻分蘗期或水稻抽穗期引入的外源有機類物質，使得土壤中腐殖質類物質的熒光強度顯著上升。而后，0～20.0 cm土層土壤DOM腐殖酸類物質含量的降低，可能是部分源于腐殖酸的進一步礦化和土壤固相腐殖質類物質向水體中轉移等原因。

此外，相對于10.1～20.0 cm土層，0～10.0 cm土層土壤腐殖質類物質的變化趨勢更容易受到外源有機物、土壤有機物固-液相遷移等的影響，而使得其變化趨勢不完全一致。如S2在0～10.0 cm土層中，其腐殖質類物質的含量隨采樣時間推遲呈現逐步上升的趨勢，而S5則呈現逐步下降的趨勢。不同深度土層的土壤蛋白質類物質C3，其熒光強度變化無明顯規律。在常規水稻田（CK1和CK2樣品），其10.1～20.0 cm土層土壤腐殖質類物質的熒光強度在采樣期內隨采樣時間的推遲呈現顯著下降的趨勢，這與稻蝦共作系統的土壤變化不同。這種差異性可能源于農田中土壤有機物固-液相遷移，而無外源有機質加入等因素導致的。

如前所述，有機稻蝦共作系統對土壤的影響主要集中于表層（如0～20.0 cm），本研究進一步分析表層土壤PARAFAC 3種組分的平均熒光強度變化趨勢，結果如圖5所示。總體上，C1、C2組分的熒光強度隨采樣時間的推遲呈先上升后下降的趨勢，峰值出現在水稻分蘗期（T2）或抽穗期（T3）。t檢驗結果顯示，相較于T1， T2和T3的土壤DOM腐殖酸類熒光強度極顯著增加（P<0.01），T4的腐殖酸類物質的熒光強度與T1差異不顯著（P=0.067）。0～20.0 cm土層中，C3組分的熒光強度無明顯變化趨勢，這顯示外源有機類物質（主要是黃粉蟲糞）并不能提升土壤表層的蛋白質含量，可能原因在于：（1）黃粉蟲糞顆粒較小，其DOM組分更容易遷移到水環境中;（2）黃粉蟲糞含有的蛋白質類物質容易被農田系統中的微生物快速分解礦化。

2.3 土壤DOC質量濃度變化規律

由于受土方作業擾動影響，不同深度（0～10.0 cm、10.1～20.0 cm、20.1～30.0 cm和30.1～40.0 cm）土壤的DOC質量濃度并無明顯的變化規律。本研究進一步分析表層0～20.0 cm土壤DOC質量濃度的變化趨勢，如表1所示。T1不同土壤樣品的DOC質量濃度差別較大（3.76～28.57 mg/L），這是由于研究區域內土壤性質差異引起的。Gao等[17]報道中國亞熱帶季風氣候區農田土壤DOC質量濃度為24.00～86.00 mg/L，本研究地塊DOC質量濃度顯著低于該值，這與各地溫度、降水和太陽輻射密切相關，也與當地耕作方式關系密切，因為這些因素可能會影響土壤DOM的含量、組成和結構[25]。0～20.0 cm取樣深度不同取樣點的土壤DOC質量濃度變化規律也不一致，如取樣點S1、S2、S3、S5等隨采樣時間的推遲呈現先上升后下降的趨勢，而取樣點S10則呈現波動狀態。在有機稻蝦共作系統中，S1～S10樣品在T1、T2、T3、T4的平均DOC質量濃度分別為（12.87±8.33） mg/L、（11.43±10.21） mg/L、（14.54±6.08） mg/L、（7.84±3.65） mg/L。t檢驗結果顯示，T1、T2和T3之間的土壤DOC質量濃度無明顯差異，T4的土壤DOC質量濃度顯著低于T1（P<0.01）。這說明，水稻收獲期排水是導致有機稻蝦共作系統土壤DOC流失的重要原因。這與佀國涵等的研究結果不一致[5]。佀國涵等[5]發現稻蝦共作模式顯著提高了0～40.0 cm土層有機碳的含量，這種差異的原因可能是運行時間（長期，>10年）和田間管理方式等不同。

2.4 PARAFAC熒光組分鑒別

進一步將PARAFAC解析的熒光組分與OpenFluor數據庫[19]、Coble[26]的前期研究結果進行比對，結果如表2所示。利用OpenFluor數據庫識別的熒光組分與Coble的峰值法的報道非常接近。C1在420 nm處顯示最大發射峰，分別在<250 nm和320 nm具有激發峰。C1是具有較低相對分子質量的腐殖類物質，經常出現在海洋、廢水、濕地和農田等環境中，Coble[26]研究認為C1是陸地源腐殖質類峰A和峰C的混合物。C2在475 nm處顯示最大發射峰，在270 nm處顯示最大激發峰，在340 nm處顯示較寬的次級激發峰。C2被認為是UVC類腐殖質物質[26]，考慮到它們特別長的發射波長，該組分具有較高的芳香度[27]。位于Ex=270 nm、Em=305 nm的C3是酪氨酸類物質，代表氨基酸或結合蛋白[28]，該化合物可表示氨基酸的多樣性和蛋白質的豐度[17]。Gao等[17]研究了中國各地農業土壤中溶解性有機物的光譜特征，除了本研究發現的C1和C2腐殖質類組分，還觀察到高相對分子質量的腐殖質類物質（Ex=400 nm、Em=525 nm）。這與本研究結果不同，這種差異性可能是由研究區域的土壤類型、土壤耕作方式等多因素引起的[17]。

2.5 不同熒光指數的變化特征

本研究進一步探索了腐殖化指數（HIX）、A∶T、新鮮指數（β∶α）、McKnight熒光指數和Y型熒光指數等多種熒光指數的變化特征，以表征稻蝦系統中土壤DOM的組成、轉化和腐殖化過程（表3）。HIX與土壤DOM的芳香性密切相關，與碳水化合物含量呈負相關關系[36]。通常，較高的HIX值與更稠合的芳族結構的富集和（或）脂族鏈的更多共軛有關[37]。在本研究中，S1～S10樣品在T1、T2、T3、T4的HIX均值分別為1.777、2.847、2.161、1.275。初始HIX值顯著高于Gao等[17]報道的1.1左右，這可能與本研究地塊土壤具有更低DOC質量濃度有關。常規水稻種植地塊CK1和CK2取樣點，其土壤DOM腐殖化程度相對較高。隨著有機稻蝦共作系統的運行，t檢驗分析發現，T2土壤DOM的HIX顯著高于T1（P<0.05），這與PARAFAC熒光組分C1、C2的變化趨勢類似，因此認為HIX的上升主要歸因于腐殖質類物質的形成，而非蛋白質類物質的快速降解。經過8個月（移栽前到收獲期），t檢驗分析發現，T4土壤DOM的HIX顯著低于T1（P<0.05）。

A∶T可用于描述難降解熒光物質和不穩定熒光物質之間的比率[38]。A∶T的變化與HIX非常相似，隨采樣時間的推遲整體呈現先上升后下降的趨勢（除S2）。S1～S10樣品在T1、T2、T3、T4的A∶T均值分別為0.615、1.230、0.934、0.327。t檢驗分析發現，T2和T4土壤DOM的A∶T均顯著高于T1（P<0.01）。

在稻蝦共作系統中，MFI隨采樣時間的推遲呈不規則的波動，S1～S10取樣點MFI的最大值和最小值的變化小于0.2，S1～S10的平均MFI數值為1.432（T1）、1.381（T2）、1.38（T3）和1.411（T4）。t檢驗顯示，S1～S10樣品在T1～T4的MFI無顯著差異。因此，MFI難以監測稻蝦共作系統中土壤DOM的變化規律。而YFI具有區分能力，較好地描述了土壤DOM的腐殖化過程，總體上隨采樣時間的推遲呈先下降后上升的趨勢。t檢驗顯示，T3土壤DOM的YFI顯著低于T1（P<0.05）。這與HIX和A∶T的趨勢相反，這是由于土壤DOM中腐殖質類物質占據主導位置，而熒光指數通常與芳香族含量呈負相關[22]。t檢驗結果顯示，S1～S10樣品的β∶α在T1～T4間無顯著差異。

2.6 不同熒光指數（強度）的相關性分析

進一步通過皮爾遜相關系數（r）分析土壤表層（0～20.0 cm）DOM各種熒光指數（強度）的相關性，結果如表4所示。這些指數可綜合使用，以進一步描述稻蝦共作模式下土壤DOM特性。蛋白質類物質C3與其他熒光指數（強度）相關性均較弱（r<0.40）。盡管C2具有更高的DOM組分復雜性，腐殖質類物質C1和C2的高相關性，表明兩者來源相同并經歷類似的腐殖化進程。如A∶T的變化與HIX非常相似，均反映土壤DOM的腐殖化特性，A∶T與HIX表現出非常強的正相關性（r=0.952，P<0.001），并可被線性函數很好地擬合，R2Adj=0.903 8，如圖6a所示。A∶T和HIX與腐殖質類物質C1和C2均呈現很強的正相關（r≈0.80，P<0.001），而與蛋白質C3相關性較低，C1熒光強度與HIX可被線性函數擬合，R2Adj=0.6314，如圖6b所示。這表明土壤的腐殖化特征主要受內源有機質降解的影響，受外源蛋白質類物質（施加黃粉蟲糞等有機肥）的影響較小。

β∶α與其他熒光指數（強度）的相關性均較弱，R≤0.40。相較于MFI，YFI更能反映土壤中DOM的腐殖化變化特性：YFI與C1熒光強度和C2熒光強度呈負相關，r值分別為-0.749（P<0.001）和-0.728（P<0.001），YFI與A∶T和HIX也呈負相關，r值分別達-0.787（P<0.001）和-0.834（P<0.001）。新產生的DOM（即較低的A∶T或HIX值），將具有較低的芳族含量和較高的熒光強度（即較高的YFI值），反之亦然。進一步分析HIX與YFI的關系，發現指數函數可較好擬合兩者關系（R2Adj=0.819 0），如圖6c所示，這表明土壤DOM熒光強度（YFI）主要受到腐殖化進程的影響。研究還發現，土壤DOC質量濃度與腐殖質物質C1（r=0.471，P<0.01）和C2（r=0.476，P<0.001）的熒光強度呈弱正相關，而DOC質量濃度與其他熒光指數的相關性均很弱（R<0.200）。這暗示，難以通過分析土壤溶解性有機碳含量來監測土壤有機質腐殖化程度。

3 結論

（1）通過三維熒光光譜耦合平行因子法（3DEEM-PARAFAC）分析，發現有機稻蝦共作土壤DOM包括3個熒光組分，C1為較低相對分子質量的腐殖質類物質、C2為較高芳香度的UVC類腐殖質、C3為酪氨酸類物質，未發現高相對分子質量腐殖質類物質。0～20.0 cm表層土壤C1、C2組分熒光強度隨采樣時間的推遲呈先上升后下降趨勢，峰值出現在水稻分蘗期或抽穗期，而C3組分熒光強度無明顯變化規律。

（2）皮爾遜相關系數分析結果顯示，腐殖質類物質C1熒光強度與C2熒光強度呈顯著正相關（r=0.99，P<0.001），蛋白質類物質C3與其他熒光指數（強度）相關性均較弱（r<0.4）。HIX與C1熒光強度、A∶T表現出顯著正相關，均可被線性函數擬合。相較于MFI，YFI更能反映土壤中DOM的腐殖化變化特性，YFI與HIX可被指數函數較好擬合。

（3）短期稻蝦共作土壤的腐殖化特征主要受內源有機質降解影響，而受外源蛋白質類物質輸入的影響較小，難以通過分析土壤溶解性有機碳含量來監測土壤有機質腐殖化程度。

參考文獻：

[1] 農業農村部辦公廳. 稻漁綜合種養生產技術指南[農辦漁（2020）11號]補標準號[EB/OL].（2020-03-31）[2020-11-08].http：//www.gov.cn/zhengce/zhengceku/2020-04/03/content_5498676.htm.

[2] 曹湊貴，江 洋，汪金平，等. 稻蝦共作模式的“雙刃性”及可持續發展策略[J].中國生態農業學報， 2017， 25（9）： 1245-1253.

[3] 肖求清. 稻蝦共作對稻田生物多樣性的影響[D].武漢：華中農業大學，2017.

[4] 程慧俊. 克氏原螯蝦稻田養殖生態學的初步研究[D].武漢：湖北大學，2014.

[5] 佀國涵，彭成林，徐祥玉，等. 稻蝦共作模式對澇漬稻田土壤理化性狀的影響[J]. 中國生態農業學報，2017，25（1）： 61-68.

[6] 奚業文，周 洵. 稻蝦連作共作稻田生態系統中物質循環和效益初步研究[J]. 中國水產， 2016（3）：78-82.

[7] 佀國涵. 長期稻蝦共作模式下稻田土壤肥力變化特征研究[D]. 武漢：華中農業大學，2017.

[8] 楊佳波，曾希柏. 水溶性有機物在土壤中的化學行為及其對環境的影響[J]. 中國生態農業學報， 2007， 15（5）： 206-211.

[9] 周江敏，代靜玉，潘根興. 土壤中水溶性有機質的結構特征及環境意義[J]. 農業環境科學學報， 2003， 22（6）： 731-735.

[10]趙勁松，張旭東，袁 星，等. 土壤溶解性有機質的特性與環境意義[J]. 應用生態學報， 2003， 14（1）： 126-130.

[11]朱 杰，劉 海，吳邦魁，等. 稻蝦共作對稻田土壤nirK反硝化微生物群落結構和多樣性的影響[J]. 中國生態農業學報， 2018， 26（9）： 1324-1332.

[12]SI G， PENG C， YUAN J， et al. Changes in soil microbial community composition and organiccarbon fractions in an integrated rice-crayfish farming system in subtropical China[J]. Scientific Reports， 2017， 7（1）： 2856.

[13]劉赫群，李嘉堯，成永旭，等. 蝦稻共作對稻田土壤線蟲群落結構的影響[J]. 土壤， 2017， 49（6）： 1121-1125.

[14]佀國涵，袁家富，彭成林，等. 稻蝦共作模式氮和磷循環特征及平衡狀況[J]. 中國生態農業學報， 2019， 27（9）： 1309-1318.

[15]LI Q， XU L， XU L， et al. Influence of consecutive integrated rice-crayfish culture on phosphorus fertility of paddy soils[J]. Land Degradation & Development， 2018， 29（10）： 3413-3422.

[16]孫自川. 稻蝦共作下秸稈還田和投食對溫室氣體排放的影響[D]. 武漢：華中農業大學，2018.

[17]GAO J， LIANG C， SHEN G， et al. Spectral characteristics of dissolved organic matter in various agricultural soils throughout China[J]. Chemosphere， 2017， 176： 108-116.

[18]HUNT J F， OHNO T. Characterization of fresh and decomposed dissolved organic matter using excitation-emission matrix fluorescence spectroscopy and multiway analysis[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry， 2007， 55（6）： 2121-2128.

[19]MURPHY K R， STEDMON C A， WENIG P， et al. OpenFluor- anonline spectral library of auto-fluorescence by organic compounds in the environment[J]. Analytical Methods， 2014， 6（3）： 658-661.

[20]張廣彩，于會彬，徐澤華，等. 基于三維熒光光譜結合平行因子法的蘑菇湖上覆水溶解性有機質特征分析[J]. 生態與農村環境學報， 2019， 35（7）： 933-939.

[21]HANSEN A M， KRAUS T E C， PELLERIN B A， et al. Optical properties of dissolved organic matter （DOM）： Effects of biological and photolytic degradation[J]. Limnology and Oceanogr-aphy， 2016， 61（3）： 1015-1032.

[22]MCKNIGHT D， BOYER E， WESTERHOFF P， et al. Spectrofluorometric characterization of dissolved organic matter for indication of precursor organic material and aromaticity[J]. Limnology and Oceanography， 2001， 46： 38-48.

[23]HEO J， YOON Y， KIM D H， et al. A new fluorescence index with a fluorescence excitation-emission matrix for dissolved organic matter （DOM） characterization[J]. Desalination and Water Treatment， 2016， 57（43）： 20270-20282.

[24]MURPHY K R， STEDMON C A， GRAEBER D， et al. Fluorescence spectroscopy and multi-way techniques PARAFAC[J]. Analytical Methods， 2013， 5（23）： 6557-6566.

[25]CHANTIGNY M H. Dissolved and water-extractable organic matter in soils： a review on the influence of land use and management practices[J]. Geoderma， 2003， 113（3）： 357-380.

[26]COBLE P G. Marine optical biogeochemistry： the chemistry of ocean color[J]. Chemical Reviews， 2007， 107（2）： 402-418.

[27]STEDMON C A， MARKAGER S， BRO R. Tracing dissolved organic matter in aquatic environments using a new approach to fluorescence spectroscopy[J]. Marine Chemistry， 2003， 82（3）： 239-254.

[28]CHEN W， WESTERHOFF P， LEENHEER J A， et al. Fluorescence excitation-Emission matrix regional integration to quantify spectra for dissolved organic matter[J]. Environmental Science & Technology， 2003， 37（24）： 5701-5710.

[29]YAMASHITA Y， PANTON A， MAHAFFEY C， et al. Assessing the spatial and temporal variability of dissolved organic matter in Liverpool Bay using excitation-emission matrix fluorescence and parallel factor analysis[J]. Ocean Dynamics， 2011， 61（5）： 569-579.

[30]SHUTOVA Y， BAKER A， BRIDGEMAN J， et al. Spectroscopic characterisation of dissolved organic matter changes in drinking water treatment： from PARAFAC analysis to online monitoring wavelengths[J]. Water Research， 2014， 54： 159-169.

[31]YAMASHITA Y， MAIE N， BRICEO H， et al. Optical characterization of dissolved organic matter in tropical rivers of the Guayana Shield， Venezuela[J]. Journal of Geophysical Research： Biogeosciences， 2010. Doi：10.1029/2009jg000987.

[32]DAINARD P G， GUGUEN C， MCDONALD N， et al. Photobleaching of fluorescent dissolved organic matter in Beaufort Sea and North Atlantic Subtropical Gyre[J]. Marine Chemistry， 2015， 177： 630-637.

[33]D′ANDRILLI J， FOREMAN C M， SIGL M， et al. A 21 000-year record of fluorescent organic matter markers in the WAIS Divide ice core[J]. Clim Past， 2017， 13（5）： 533-544.

[34]YAMASHITA Y， BOYER J N， JAFF R. Evaluating the distribution of terrestrial dissolved organic matter in a complex coastal ecosystem using fluorescence spectroscopy[J]. Continental Shelf Research， 2013， 66： 136-144.

[35]RETELLETTI B S， KIM J H， RYU J S， et al. Exploring sediment porewater dissolved organic matter （DOM） in a mud volcano： clues of a thermogenic DOM source from fluorescence spectroscopy[J]. Marine Chemistry， 2019， 211： 15-24.

[36]KALBITZ K， SCHMERWITZ J， SCHWESIG D， et al. Biodegradation of soil-derived dissolved organic matter as related to its properties[J]. Geoderma， 2003， 113（3）： 273-291.

[37]MARTINS O， DEWES T. Loss of nitrogenous compounds during composting of animal wastesa[J]. Bioresource Technology， 1992， 42（2）： 103-111.

[38]EHNVALL B. Organic matter properties and their relation to phosphorus and nitrogen concentrations in Swedish agricultural streams[D]. Uppsala：Swedish University of Agricultural Sciences，2017.

（責任編輯：陳海霞）