哈尼梯田稻-漁共作模式下雜交黃顙魚腸道微生物研究

朱昊俊 強 俊 徐鋼春 陶易凡 包景文 徐 跑

(1. 南京農業大學無錫漁業學院, 無錫 214128; 2. 中國水產科學研究院淡水漁業研究中心, 農業農村部淡水漁業和種質資源利用重點實驗室, 無錫 214081)

水環境內的微生物在水產養殖生態系統中發揮著重要作用, 如污染物降解、氨氮循環和水體凈化等。同時, 魚類腸道中棲息著眾多微生物, 維持著腸道內環境的穩定[1]。健康個體腸道微生物的組成保持相對恒定, 同時又具有個體差異, 它們可以參與機體的蛋白質、碳水化合物、維生素和氨基酸等代謝過程[2]。腸道菌群對宿主的營養、生理和免疫均有不同程度的影響, 不同的養殖模式和水體環境會顯著改變養殖動物的健康及腸道微生物結構[3,4]。目前對于水產動物腸道健康相關研究越來越全面和豐富, 已經從最初的腸道形態學, 逐步發展到腸道微生物平衡和魚類腸道健康相關機制的探索。

稻漁綜合種養模式是在我國傳統稻田養魚基礎上利用互利共生的原則, 建立起多物種共棲, 多層次利用的一種新型農業模式[5,6]。自2012年第一次提出“稻漁種養”概念以來, 得到了各方的充分認可, 在全國范圍內大力推廣, 已經成為水產養殖領域內一個亮點。稻漁綜合種養模式是以種糧為主,養殖為輔, 稻田內增加水產品養殖不破壞稻田的耕作層, 因此水稻的產量不會減產, 甚至有些條件下可以增產; 與此同時, 稻漁綜合種養模式可以降低農藥和化肥的施用, 收獲的有機水稻和水產品經濟效率良好, 可以大幅度提升農戶收益[7]。在生產實踐中, 根據各地氣候、地質和當地消費環境等因素,可以采用中華絨螯蟹(Eriocheir sinensis)、小龍蝦(Procambarus clarkii)、中華鱉(Pelodiscus sinensis)和泥鰍(Misgurnus anguillicaudatus)等多種水產品。

位于云南紅河縣的哈尼梯田歷史悠遠, 但是迫于現實環境, 可持續發展受到嚴峻考驗。中國水產科學研究院淡水漁業研究中心在哈尼梯田試驗了水稻-黃顙魚的“稻漁共作”綜合種養模式。黃顙魚是我國一種優質的淡水養殖品種, 黃顙魚肉質鮮美,營養豐富, 且無肌間刺, 深受消費者的好評[8]。梯田內餌料資源豐富, 無需額外投入餌料, 收獲的黃顙魚深受消費者喜愛, 豐富當地“菜籃子”的同時經濟效率顯著, 是實施精準扶貧的有力舉措[9]。

目前關于綜合種養的研究主要是集中在生態學及環境學方面(土壤理化性質和溫室氣體排放等), 對于稻田內微生物多樣性方面的研究較少[10—12]。新一代測序技術的發展使得我們可以有效的對微生物進行宏觀分析, 其結果改變了對微生物群落和其生態位之間相互作用的認識[13—15]。這些研究充分肯定了動物腸道內微生物種群和功能的多樣性。在本次研究中, 采用高通量測序技術(16S rDNA)對稻-魚共作綜合種養模式和傳統池養養殖模式下黃顙魚腸道微生物組成進行比較, 探究不同養殖模式對黃顙魚腸道微生物多樣性和組成方面的影響,以期為水稻-黃顙魚這種新型稻漁綜合種養模式提供科學的數據支撐。

1 材料與方法

1.1 試驗區選擇

本次試驗選取的試驗田位于紅河縣(云南省紅河哈尼族自治州), 坐標是: 東經102°23′54″, 北緯23°17′52″, 海拔634 m(圖 1)。梯田依山而建, 年平均氣溫22℃左右, 梯田的水源為山上不斷滲出的微流水。

圖1 采樣地點圖Fig. 1 Location of sampling sites

1.2 試驗設計

試驗選取一塊約800 m2的梯田作為稻-魚共作組(DY組), 由于受當地環境限制, 在同一海拔附近較難找到一處面積相似的池塘作為對照組, 故而在海拔接近、水源來源一致的地方選擇一個面積為200 m2池塘作為池塘組(CT組)。水稻進行移栽(株間距為20cm, 品種為“紫谷”)后, 于5月15日在梯田內投入約雜交黃顙魚(Tachysurus fulvidraco♀×Pseudobagrus vachellii♂)苗400尾(梯田內魚苗密度為0.5尾/m2), 雜交黃顙魚平均體重為(16.1±1.0) g,同一時間以同樣的密度在池塘內投放相同規格的雜交黃顙魚苗。雜交黃顙魚苗是由中國水產科學研究院淡水漁業研究中心和廣東五龍崗水產科技發展有限公司共同繁育的雜交黃顙魚。

1.3 樣品采集

在整個實驗期間水稻田內不施用農藥和化肥,稻田內蓄水高度維持在5—10 cm。定期巡田, 檢查水位情況。整個養殖周期內DY組不單獨投喂飼料,池塘組每日投喂商品顆粒飼料1次。8月23日, 在進行水稻收割前進行采樣, 養殖周期為100d。在CT組和DY組隨機各選取黃顙魚12尾, 解剖采集腸道樣本(肛門前5 cm左右), 液氮冷凍保存, 用于提取總DNA。采樣時DY組和CT組黃顙魚平均體重為(52.2±3.6) g和(55.8±2.5) g。

1.4 總DNA提取和16S rDNA測序

取腸道樣本(-80℃冰箱凍存)放置在冰塊上解凍, 放入研缽后加入液氮研磨至粉末, 使用預先冷凍處理的2 mL離心管, 稱量100 mg左右樣本進行總DNA提取。所有樣品使用TIANGEN糞便提取試劑盒(DP328)提取腸道微生物總DNA, 操作根據試劑盒說明進行, 提取完畢后使用NanoDrop Lite微量核酸檢測儀進行濃度測定, 使用1%瓊脂糖凝膠電泳檢測DNA 提取質量。PCR擴增采用高保真DNA聚合酶, 擴增產物能真實反映細菌的原始序列情況,并保證同一批樣本的擴增條件一致。采用的16S rDNA引物如下, 341F: 5′-CCTACGGGNGGCWGCAG-3′;805R: 5′-GACTACHVGGGTATCTAATCC-3′。

PCR擴增程序: 98℃預變性30s; 32次循環(98℃變性10s, 54℃退火30s, 72℃延伸45s); 72℃延伸10min。PCR產物經2%瓊脂糖凝膠電泳進行檢測,對目標片段使用AxyPrep PCR Cleanup Kit回收試劑盒進行回收。純化后的PCR產物采用Quant-iT PicoGreen dsDNA Assay Kit 在 Qbit 熒光定量系統上對文庫進行定量, 合格的文庫濃度應在2 nmol/L以上。將合格的上機測序文庫(Index 序列不可重復)梯度稀釋后, 根據所需測序量按相應比例混合,并經NaOH 變性為單鏈進行上機測序, 使用NovaSeq測序儀進行2×250 bp的雙端測序。采用杭州聯川生物有限公司的NovaSeq PE250平臺進行高通量測序。

1.5 數據分析

樣品在IlluminaNovaSeq平臺上按照制造商的建議進行測序, 根據雙端序列的重疊區, 根據樣品獨特的條形碼, 將配對端序列分配給樣品, 并將建庫引入的barcode和引物序列去除。使用FLASH合并匹配端讀取。根據Fqtrim(v0.94)在特定的過濾條件下對原始讀數據進行質量過濾, 以獲得高質量的clean標簽。使用Vsearch(v2.3.4)軟件對嵌合序列進行過濾。使用DADA2 進行解調, 得到特征表和特征序列。Alpha多樣性和Beta多樣性通過歸一化到相同的隨機序列進行計算。然后根據SILVA(release132)分類器, 利用每個樣本的相對豐度對特征豐度進行歸一化。Alpha多樣性用于分析樣本物種多樣性的復雜性, 通過4個指標, 包括Chao1、Observed_Feature、Shannon和Simpson, 這些指標都是用QIIME2計算出來的, 顯著性檢驗使用t檢驗(Student’sttest)。Beta多樣性由QIIME2計算, R(v3.5.2)包繪制。采用Blast進行序列比對, 每個代表性序列用SILVA數據庫對特征序列進行注釋。主坐標分析(PCoA)分析使用QIIME2進行, 顯著性檢驗采用ADONIS檢驗。用Wilcoxon秩和檢驗確定了樣品間α-多樣性和相對豐度差異的顯著性。顯著差異腸道菌群的篩選使用LefSe分析, 設定P＜0.05, LDA值＞3。利用Bugbase 數據庫進行細菌表型預測, 并進行組間差異分析[16]。在各顯著性檢驗中, 顯著差異P＜0.05。

2 結果

2.1 樣本質量評估

經過質量控制后, 24個樣本總共獲得合格的16S rDNA序列2008079條, 平均每個樣本有效序列數量為83670條。通過過濾、去重和嵌合體過濾等方式修正錯誤, 共獲得1825個feature, 其中2個處理共有feature數量為392個, 歸屬于25個門、57綱、140個目、257個科、545個屬和838個種。根據稀釋度曲線可知(圖 2), 曲線逐漸趨于平緩, 測序所得數據可以覆蓋樣本絕大多數物種, 測序數據適合進行下一步數據分析。

圖2 樣本稀釋曲線Fig. 2 Rarefaction curves and estimators of different samples

2.2 不同養殖模式對腸道微生物Alpha多樣性的影響

Alpha多樣性是指一個特定環境或生態系統內的多樣性, 主要用來反映物種豐富度和均勻度(圖 3)。結果顯示, CT組的辛普森指數(Simpson)和香農—威納指數(Shannon)顯著低于DY組(P＜0.05), 而Chao1和Observed_feature指數沒有顯著差異(P＞0.05)。

圖3 不同養殖模式腸道微生物Alpha多樣性指數Fig. 3 Alpha diversity under different culture modes

2.3 不同養殖模式對腸道微生物Beta多樣性的影響

主坐標分析(Principal coordinates analysis, PCoA)是將進化結構中相近的物種聚類在一起, 樣本間距離越近, 說明樣本之間的微生物結構越相似。對不同養殖模式的24個樣本的PCoA分析如圖 4所示。在同一養殖模式下各樣本聚集, 不同養殖模式樣本間明顯區分, 表明不同養殖模式下黃顙魚腸道微生物結構具有明顯不同, 基于Unweighted_UniFrac和Weighted_UniFrac的結果均具有顯著差異性(P＜0.05)。

圖4 不同養殖模式腸道微生物PCoA分析Fig. 4 Principal coordinates analysis of intestinal microbiota in different culture modes

2.4 不同養殖模式對腸道微生物組成和相對豐度的影響

為了確定與不同養殖模式相關的feature, 進行差異feature分析。通過韋恩圖(圖 5)可知, CT組和DY組共享的feature有392個, 占總feature的21.5%,而2個不同養殖模式特有的feature數量基本相當,分別為750個(41.1%)和683(37.4%)。同時, 采用曼哈頓圖來展示相較于DY組, CT組內顯著富集或者顯著降低的feature(圖 6)。結果顯示, 相較于DY組,CT組顯著下降的feature數量要明顯多于顯著富集的feature(120vs. 32)。同時, 差異feature主要集中在厚壁菌門(Firmicutes), 其次是變形菌門(Proteobacteria)和擬桿菌門(Bacteroidetes), 且梭桿菌門(Fusobacteria)只有顯著下降的feature。

圖5 不同養殖模式下feature韋恩圖展示Fig. 5 Venn diagram showing feature in CT vs.DY yellow catfish

圖6 不同養殖模式下差異feature曼哈頓圖展示Fig. 6 Manhattan plots showing enriched and depleted feature in CT vs. DY yellow catfish

對樣本中平均相對豐度大于1%的feature進行相對豐度和差異分析(圖 7)。在門水平上(圖 7a),不同養殖模式下優勢菌群均為變形菌門(Proteobacteria)、厚壁菌門(Firmicutes)、擬桿菌門(Bacteroidetes)和梭桿菌門(Fusobacteria), 4個優勢菌門占比均大于98%。而根據圖 7b可知, 變形菌門(64.8%vs. 31.2%), 厚壁菌門(10.7%vs. 36.7%)和擬桿菌門(12.5%vs. 20.2%)在不同養殖模式下相對豐度存在顯著差異(P＜0.05), 而梭桿菌門(10.8%vs. 10.4%)則沒有顯著差異(P＞0.05)。在屬水平上(圖 7c), 相對豐度大于1%的屬有18個, 具體為: 檸檬酸桿菌屬(Citrobacter)、醋酸桿菌屬(Cetobacterium)、鄰單胞菌屬(Plesiomonas)、巴恩斯氏菌科_未鑒定(Barnesiellaceae_unclassified)、假單胞菌屬(Pseudomonas)、梭狀芽孢桿菌屬(Clostridium_sensu_stricto_1)、Romboutsia屬、無色桿菌屬(Achromobacter)、Paludibacter屬、Epulopiscium屬、不動桿菌屬(Acinetobacter)、擬桿菌屬(Bacteroides)、氣單胞菌屬(Aeromonas)、克雷伯氏菌屬(Klebsiella)、Turicibacter屬、沙雷氏菌屬(Serratia)、乳球菌屬(Lactococcus)、短波單胞菌屬(Brevundimonas)。經差異分析(圖 7d)和LEfSe分析可以發現(圖 7e),CT組中顯著富集的屬主要是變形菌門, 而DY組顯著富集的屬主要是厚壁菌門和擬桿菌門。18個優勢菌屬中6個屬存在顯著差異(P＜0.05), 具體為顯著富集于CT組的鄰單胞菌屬(14.8%vs. 2.3%)和顯著富集于DY組的梭狀芽孢桿菌屬(1.2%vs. 12.8%)、Romboutsia屬(0.5%vs. 12.5%)、Paludibacter屬(1.2%vs. 7.4%)、Epulopiscium屬(1.3%vs. 4.5%)、擬桿菌屬(0.4%vs. 4.6%)。

圖7 不同養殖模式下腸道微生物的優勢菌相對豐度和差異分析Fig. 7 Relative abundance and difference analysis of feature identified in CT vs. DY yellow catfish

為進一步了解不同養殖模式下腸道微生物菌群的差異性變化, 我們對細菌表型進行分析, 使用BugBase算法來對細菌表型進行預測, 探究不同的養殖模式是否會對腸道微生物種群的功能和表型產生影響。BugBase表型預測分析了7種表型特征(圖 8), 包括好養(Aerobic)、厭氧(Anaerobic)、兼性厭氧(Facultatively_Anaerobic)、革蘭氏陰性(Gram_Positive)、革蘭氏陽性(Gram_Negative)、生物膜形成(Forms_Biofilms)和潛在致病性(Potentially_Pathogenic)。CT組相較于DY組革蘭氏陰性菌豐度顯著增加, 而革蘭氏陽性菌豐度顯著減少。在氧氣需求方面, 好養菌豐度沒有顯著差異, CT組在厭氧菌方面豐度顯著低于DY組, 而兼性厭氧菌豐度則顯著升高。同時, CT組在表型方面具有更高的生物膜形成能力和潛在致病性。

圖8 BugBase預測得到的不同養殖模式下腸道菌群表型分析Fig. 8 Phenotype analysis of intestinal microflora in CT vs. DY yellow catfish predicted by BugBase

3 討論

腸道微生物在宿主體內的定植與穩態對宿主具有重要意義, 其對宿主的營養代謝、免疫應答、疾病狀態甚至行為均會產生影響[17—20]。腸道微生物來源于環境, 同時受遺傳背景和食物等因素的影響, 其與宿主之間的關系現在越來越受研究者們的關注。本研究發現不同的養殖模式可以顯著地改變腸道微生物群落結構。

3.1 Alpha多樣性和 Beta多樣性分析

Alpha多樣性和Beta多樣性是評估群落結構組織化水平的重要參數[21]。Alpha多樣性是反應腸道微生物豐富度和均勻度的綜合指標。Chao1和Observed_feature指數主要反映樣本的物種豐富度, 數值越高表明群落的豐富度越好; 辛普森指數(Simpson), 香農-威納指數(Shannon)主要綜合體現物種的豐富度和均勻度, 辛普森指數和香農-威納指數數值越大, 表明群落的均勻度越高。CT組在物種豐富度上略低于DY組, 但是沒有顯著差異, 從韋恩圖上也可以看出CT組和DY組共有392個共享feature, 而專有feature的數量基本一致; 相對的,CT組的辛普森指數和香農-威納指數顯著低于DY組, CT組在物種均勻度方面要顯著低于DY組。通過曼哈頓圖可知相較于DY組, CT組擁有120個相對豐度顯著下降的feature, 顯著上升的數量僅為32個, CT組腸道微生物相對豐度集中于更少的幾個優勢feature。不同養殖模式對腸道微生物的豐富度影響較小, 但會顯著影響其均勻度。Beta多樣性是通過算法將各樣本序列的進化關系和豐度信息轉換為樣本間距離, 直觀反映樣本組間的群落差異[21]。本研究中不同養殖模式下的2個處理組被明顯分為2個亞群, 且具有顯著的統計學差異。相較于傳統的池塘養殖模式, DY組稻漁共作養殖模式是一種水稻和水生經濟動物互利共作復合生態模式, 更加有利于營養的轉移、能量的代謝, 其具有更良好的生態效應[22,23]。

養殖對象的生產性能與養殖環境(土壤和水體)之間的關系密不可分。通過對稻鱉共作的研究發現共作組的水稻稻谷、秸稈和中華鱉產量均高于單作組, 共作組擁有更好的水環境, 促進中華鱉餌料利用率, 有利于其生長發育, 而中華鱉的加入可以抑制田間雜草的生長(與水稻營養性競爭)[24]。在稻漁共作模式下黃顙魚腸道微生物多樣性上升,特別是均勻度顯著提升, 可能與稻漁共作模式下良好的生態效應有關(有利于營養的轉移和能量的代謝)。腸道微生物多樣性與機體的健康密切相關[25]。腸道微生物多樣性的降低可能會成為多種疾病的誘因, 例如炎癥性腸病等[25]。相關研究也證實, 在無菌條件下飼喂的動物腸道組織發育不良, 血管、營養和內分泌功能受到損害, 與正常環境下飼喂的動物相比胃腸道免疫功能較弱, 疾病抵抗力更弱[26,27]。我們認為稻漁共作養殖模式可以給黃顙魚提供一個更優良的生長環境, 其均勻度更高的腸道微生物也更有利于其生長和對疾病的抵抗。

3.2 腸道微生物組成和相對豐度分析

在門水平上, 變形菌門(Proteobacteria)、厚壁菌門(Firmicutes)、擬桿菌門(Bacteroidetes)和梭桿菌門(Fusobacteria)占到相對豐度的98%以上, 同時2個養殖模式的優勢菌門種類一致。有研究指出黃顙魚腸道優勢菌門是變形菌門、厚壁菌門、梭桿菌門和擬桿菌門[28,29]。同時在草魚(Ctenopharyngodon idella)和羅非魚(Oreochromis niloticus)等魚類的研究結果也得出一致的結論[30—32]。這些研究結果和本試驗得到的結果相一致。雖然不同的養殖模式沒有改變黃顙魚優勢菌門的種類, 但是會響其相對豐度, CT組的第一優勢菌門是變形菌門, 相對豐度為64.8%, 顯著高于DY組的31.2%。而DY組的第一優勢菌門是厚壁菌門, 相對豐度為36.7%, 顯著高于CT組的10.7%; 第三優勢菌門的擬桿菌門相對豐度20.2%, 也顯著高于CT組的12.5%。而梭桿菌門在相對豐度上沒有差異。導致相對豐度改變的原因可能是2種養殖模式下不同的水體環境和餌料來源等外在因素綜合作用的結果。

研究報道指出, 變形菌門豐度的提高可能是腸道菌群失衡的一個重要標志[33]。變形菌門是細菌中最大的一個門, 同時其也包含了大量的病原菌。通過LEfSe分析可知, γ-變形菌綱領單胞菌屬在CT組顯著富集。沙門氏菌屬(Salmonella)(腸炎和傷寒)、耶爾辛氏菌屬(Yersinia)(鼠疫)、弧菌屬(Vibrio)(霍亂)和銅綠假單胞菌(Pseudomonas aeruginosa)等大量致病菌均屬于γ-變形菌綱。有研究發現在患病的水生動物體內γ-變形菌綱豐度顯著升高[34,35]。鄰單胞菌屬1種典型的條件致病菌, 常見于魚類、水生動物和各種哺乳動物消化道內, 與腹瀉和食物中毒相關[36]。我們猜測CT組黃顙魚腸道內機會致病菌的相對豐度可能更高, 受到環境應激等導致內環境紊亂時, 機體對疾病的抵抗力相對更弱。

膳食纖維在腸道內通過發酵作用會產生短鏈脂肪酸(SCFA), 有研究證實腸道內高SCFA水平與機體的肥胖相關[37]。在腸道菌群中厚壁菌門和擬桿菌門在腸道內也會產生以丁酸鹽和丙酸鹽為主的SCFA, 厚壁菌門和擬桿菌門的比例被部分研究者認為可以表現人類和其余動物的肥胖程度[38—40]。肥胖機體腸道內厚壁菌門和擬桿菌門相對豐度的比值(Firmicutes/Bacteroidetes, F/B比值)要更高[41]。厚壁菌門豐度的提高有利于從相同飲食中獲取更多能量。在我們的研究中, CT組和DY組的F/B比值分別為0.86和1.82。由于在稻漁共作養殖模式下均沒有投喂飼料, 我們推測黃顙魚可能是捕食養殖水體內豐富的生物餌料, 為了最大效率地利用有限的食物源獲取更多能量, 黃顙魚腸道可能形成以厚壁菌門為主導優勢菌群結構。

3.3 腸道微生物表型分析

越來越多的證據表明, 微生物群落的功能組成與環境因子密切相關, 換而言之, 不同的生存環境會影起微生物群落功能的差異[42,43]。在研究腸道微生物群落組成的同時, 嘗試使用BugBase揭示不同養殖模式下黃顙魚腸道微生物的功能輪廓。首先CT組和DY組的優勢菌群均是革蘭氏陰性菌, 占到相對豐度的70%以上, 魚類腸道內的優勢菌群是革蘭氏陰性菌, 同時也存在革蘭氏陽性菌[44]。我們的研究結果也和這個結論相一致。但是我們發現,DY組的第一優勢菌門——革蘭氏陽性菌的厚壁菌門, 其大量繁殖形成優勢導致DY組的革蘭氏陽性菌比例要顯著大于CT組。

從需氧性方面來看, CT組兼性厭氧菌豐富, 而DY組厭氧菌豐富, 在好氧菌方面則無顯著差異。腸道菌主要是由厭氧菌、兼性厭氧菌和好氧菌三大類組成, 其中厭氧菌的總數大于好氧菌2—3個數量級[45]。在一般情況下, 專性厭氧菌是優勢菌群,厭氧菌和腸黏膜形成的生物保護膜是腸道抵御病原菌的第一道屏障[46]。CT組厭氧菌數量明顯低于DY組, 與此同時通過LefSe分析可知DY組厚壁菌門和擬桿菌門相對豐度較高, 梭菌綱(Class Clostrida)和擬桿菌綱(Class Bacteroidia)富集, 而梭菌綱和擬桿菌綱都是典型的厭氧菌。顯著富集于CT組的腸桿菌目(Enterobacteriales)主要是兼性厭氧菌, 兼性厭氧菌多為條件致病菌, 在特定環境下, 會危害宿主的健康。

BugBase還預測CT組腸道微生物中存在潛在致病性, 生物膜形成能力細菌豐度更高。微生物生物膜是由微生物適應生存環境附著于生物(非生物)表面, 被自身分泌的胞外聚合物包裹的高密度微生物群體, 形成生物膜后細菌具有較強的對抗生素能力, 對宿主免疫防御機制的抵抗力也會增強, 生物膜也是細菌引起持續性感染的常見致病機制[47,48]。CT組黃顙魚腸道微生物不僅潛在致病性更高, 生物膜形成能力更強, 側面反映出DY組黃顙魚腸道微生物相對而言更加健康, 稻漁共作養殖模式相較于傳統的池塘養殖, 為養殖水產動物提供了一個更為優越的生存環境。

4 結論

本研究從腸道微生物角度探究不同的養殖模式對雜交黃顙魚腸道微生物的影響, 不同的養殖模式會改變腸道微生物的組成(優勢菌相對豐度), 會顯著影響黃顙魚腸道菌群均勻度, 但是沒有對其豐富度產生顯著影響。相較于池塘養殖模式, 在稻漁共作養殖模式下黃顙魚擁有更豐富的腸道微生物多樣性, 表型預測表明稻漁共作模式下潛在致病力和生物膜形成能力均要顯著低于池塘養殖?；谝陨辖Y果, 我們認為稻漁共作模式可以給黃顙魚提供更為優良的生存環境, 其腸道微生物抵御疾病的能力更強。