邢瑞 殷寧

摘要 介紹了參與暗反應的幾種關鍵酶,論述了它們的活性受到光的調控。
關鍵詞 光合作用 暗反應 卡爾文循環 酶活性
中圖分類號Q-49
文獻標志碼E
光合作用分為光反應和暗反應兩個階段,暗反應過程也被稱為卡爾文循環。在暗反應中,CO2和受體1,5--磷酸核酮糖(RuBP,一種五碳糖)在1,5--磷酸核酮糖羧化酶/力口氧酶( Rubisco)的作用下結合,形成一個不穩定的六碳化合物,其隨即水解生成2分子的3-磷酸甘油酸(3-PGA)。3-PGA利用來自光反應中的ATP和NADPH,并在酶的作用下被還原為3-磷酸甘油醛(3-GAP或G3P)。此時,光合作用的貯能過程完成,而生成的3-GAP -部分轉化為葡萄糖等有機物,一部分經過一系列化學反應重新變為RuBP,參與下一次的循環。在暗反應中一些關鍵酶發揮著重要作用,但它們的活性與光的調控密切相關。lRubisco、Rubisco激活酶
1.1 兩種酶的活性作用
Rubisco是一種雙功能酶,在其處于活性狀態下,O2和CO2都能競爭其活性部位。在細胞內O2分壓高、CO2分壓低時,更多的RuBP與O2結合,體現加氧酶的功能;在細胞內O2分壓低、CO2分壓高時,更多的RuBP與CO2結合,體現羧化酶的功能。影響植物光合速率的限制因子不是Rubisco的總量,而是被活化的Rubisco量。Rubisco活性受到Rubisco激活酶(Rubisco acti-vase,RCA)的調節,而RCA是由核基因編碼的,該酶與ATP水解耦聯而活化Rubisco。在黑暗條件下,Rubisco更容易結合RuBP,但沒有催化活性,因此RuBP也是Rubisco活性的強抑制劑;在光照條件下,RCA能使Rubisco的構象發生變化,Rubisco釋放RuBP,作為活化輔助因子的C02(不作為羧化底物)結合到Rubisco大亞基活性位點(賴氨酸的氨基)上,隨即Rubisco迅速結合Mg2+,這樣Rubisco就具有了催化功能。
1.2 光對兩種酶的基因表達調控
高等植物的Rubisco由8個相同的大亞基和8個相同的小亞基組成。光照強度會影響Rubisco大、小亞基的基因轉錄水平。在小亞基基因的上游區域還有光調節的啟動子,這種啟動子中有光誘導的順式作用元件,被稱為光響應元件(light responsive cis-ele-ments,LREs)。研究表明,在弱光下生長的黃瓜(cum-is sativus)葉片中rbcL、rbcS及rca的轉錄水平均有所下降,且Rubisco大小亞基的含量明顯減少,表明弱光嚴重影響了葉片中rbcL、rbcS及rca基因的表達,從而抑制了Rubisco和RCA的合成,在水稻中也有類似的發現。一些研究對5d齡的黃化豌豆幼苗用紅光、遠紅光和白光三種不同光源處理后,發現Rubisco兩種亞基的mRNA水平、酶合成速率和酶含量發生變化。紅光處理后兩種亞基的mRNA水平上升,白光處理能加強紅光的作用,而遠紅光處理則起抑制作用。這些結果表明,Rubisco的光誘導由光敏色素介導并受兩種mRNA水平的控制。在對水稻RCA的研究中發現,水稻黃化苗在光照條件下,細胞質中由RCA基因表達的mRNA和蛋白質的含量明顯增加,并能維持在相對穩定的水平,這說明光可以誘導水稻RCA基因的表達。進一步的研究表明,RCA基因的表達在轉錄和翻譯水平上存在不同的調控機制,轉錄過程既受光暗交替調控,又受植物自身節奏調控,但翻譯過程在更大程度上受光的調節。在對馬鈴薯的RCA基因的研究中發現,其表達具有光誘導特性,在其他培養條件相同的情況下,基因表達水平與光照處理時間呈正相關,每天8h光照下表達量極少,而每天24 h連續光照下表達量最高;在黑暗條件下,RCA基因不表達。
2 PRK, GAPDH, FBPase, SBPase
在卡爾文循環中,存在著5-磷酸核酮糖激酶(PRK)、3-磷酸甘油醛脫氫酶(GAPDH)、1,6一二磷酸果糖磷酸酶(FBPase)、1,7-_磷酸景天庚酮糖磷酸酶( SBPase)。這四種酶在暗反應中協調配合,共同調節暗反應。
2.1 四種酶與鐵硫中心的關系
四種酶的半胱氨酸殘基之間均具有二硫鍵。在光照下,二硫鍵被光還原成巰基,酶被活化;在夜間無光時,半胱氨酸殘基之間的巰基被重新氧化形成二硫鍵,酶則失去活性。二硫鍵的斷裂和形成與葉綠體中類囊體膜上的鐵硫中心有關。鐵硫中心也稱為鐵氧還蛋白/硫氧還蛋白( Fd/Trx)系統。在類囊體膜上存在著與光反應密切相關的光系統I和光系統Ⅱ,鐵硫中心是光系統I中與類囊體膜疏松締合的復合體。照光時,光合電子從光系統I流到氧化型Fd,氧化型Fd被還原,還原型Fd再繼續提供電子給Trx,最后還原四種酶,使其中的二硫鍵斷裂形成巰基,酶的構象發生變化,酶活性恢復。因此,這四種酶的活性受到光的間接調控(圖1)。
2.2 四種酶的活性作用
PRK和GAPDH是卡爾文循環的關鍵酶,消耗光反應過程中產生的ATP和NADPH,還原態時為激活狀態,氧化態時為失活狀態。PRK為卡爾文循環的特有酶,催化卡爾文循環的最后一步反應,即借助ATP磷酸化催化5-磷酸核酮糖(Ru5P)形成CO2的受體RuBP,對調節卡爾文循環中糖的流動起著至關重要的作用。GAPDH在卡爾文循環中催化1,3-_磷酸甘油酸轉變為3-GAP。葉綠體蛋白12(CP12)是與光合作用相關的蛋白。GAPDH、PRK能和CP12形成PRK/GAPDH/CP12多酶復合體,共同調控卡爾文循環:CP12先通過C端(羧基端)與GAPDH活性位點區結合形成GAPDH-CP12,降低GAPDH與其他底物結合的概率;CP12再通過N端(氨基端)與PRK結合形成PRK/GAPDH/CP12多酶復合體。在對藍細菌的研究中發現,氧化態PRK上ATP結合位點被破壞,導致多酶復合體中氧化態的CP12占據了Ru5P的結合位點,從而使PRK的酶活性受到抑制。在弱光條件下,還原態的Trx含量較低,導致氧化態的CP12含量增加,促進多酶復合體的形成,從而抑制GAPDH和PRK的酶活性。光照下,葉綠體基質中NADP (H)INAD(H)升高,促使GAPDH-CP12解離,從而恢復GAPDH活性;黑暗下,NADP (H)INAD (H)降低,GAPDH-CP12再次形成,使GAPDH失活。
在卡爾文循環中,FBPase和SBPase的活性具有光活化暗失活的特點。FBPase催化1,6-_磷酸果糖(FBP)轉化為6-磷酸果糖(F-6-P),F-6-P進一步形成葡萄糖。FBPase的活性直接影響著光合速率與碳水化合物的積累。SBPase催化1,7-_磷酸景天庚酮糖(SBP)轉變為7-磷酸景天庚酮糖(S-7-P),S-7-P進一步形成RuBP。SBPase催化的反應是卡爾文循環中C02固定同化和RuBP再生的關鍵點,控制著整個卡爾文循環中的碳流通量。
2.3 光對四種酶的基因表達調控
在對擬南芥PRK基因的研究中發現,基因表達受到光調控,光照條件下PRK的表達量維持在一個較高的水平,但隨著黑暗時間的延長,PRK的表達量逐漸下降,并維持在一個較低的水平。在對水稻PRK基因進行序列分析后發現,PRK基因的5'端存在許多光響應元件,進一步研究發現光處理能夠顯著提高PRK基因的轉錄水平。葉綠體中GAPDH基因包括GapA和GapB兩種,是由光誘導的核基因。將煙草從暗處轉移至白光條件下時,GapA和GapB的mRNA水平至少增加30-50倍,且GapA和GapB的mRNA積累速率相同,在24-48 h光照后達到平穩狀態。還有研究發現,將成年植物的葉片從正常的光/暗循環轉移到持續的黑暗中時,GapA -1、GapB、PRK和CP12-2的轉錄產物以相似的速率緩慢下降。
在研究外源油菜素內酯對弱光下番茄幼苗光合碳同化酶及其相關基因的影響中,發現弱光顯著降低了光合速率,降低了碳同化相關酶如Rubisco、RCA和FBPase的活性,下調了碳同化相關基因如RCA、SB-Pase、PRK、GAPDH和FBPase等的表達量。在針對萊茵衣藻SBPase基因的研究中發現,黑暗中基因只有少量轉錄,而照光后的轉錄量顯著增高。在對小麥和擬南芥幼苗的研究中,也發現SBPase基因的轉錄水平在黑暗條件下極低,而將幼苗轉移到光下,mRNA含量增加至少20倍。曾有研究者克隆馬鈴薯FBPase的cDNA,去分析該基因在光合活性部位(葉片、莖)和非光合活性部位(塊莖、根、匍匐莖)的轉錄水平,結果表明該基因只在光合活性部位表達,且受光的調節。
3 結語
依據上文可以得出,在卡爾文循環中,多種酶的基因表達與活性都會受到光的調控,因此,暗反應與光照完全無關的前概念是錯誤的。在教學中要糾正學生的錯誤前概念,教師需要設置相關的問題情境,使學生產生認知沖突,從而引導學生在分析與比較的基礎上重構正確的暗反應概念。
參考文獻:
[1]崔國新,侯杰,佟玲等.植物基因光反應元件及其結合蛋白[J].植物生理學通訊,2010,46(10):991-1000.
[2]孫建磊,王崇啟,肖守華等.弱光對黃瓜幼苗光合特性及Rubisco酶的影響[J].核農學報.2017,31(06):1200-1209.
[3]Suzuki Y,Makino A.Translational downregulation of RBCLis operative in the coordinated expression of Rubisco genes in se-nescent leaves in rice [J]. Joumal of Experimental Botany,2013, 64(4): 1145-1152.
[4] Suzuki Y,Makino A.Availability of Rubisco small sub-unit upregulates the transcript levels of large subunit for stoichio-metric assembly of its holoenzyme in rice[J]. Plant Physiology,2012, 160(1):533-540.
[5] Suzuki Y, Ohkubo M, Hatakeyama H, et al.IncreasedRubisco content in transgenic rice transformed with the 'sense’rbcS gene[J]. Plant Cell Physiology, 2007, 48 (4): 626-637.
[6] Sasaki Y, Sakihama T, Kamikubo T, et al.Phyto-chrome-mediated regulation of two mRNAs, encoded by nucleiand chloroplasts of ribulose-l, 5-bisphosphate carboxylase/oxy-genase[J]. European Journal of Biochemistry, 1983, 133 (3):617-620。
[7]唐如航,賈軍偉,李立人.光和糖對水稻Rubisco活化酶基因表達的影響[J].植物生理學報,1997,(4):337-341.
[8]張峰,蔣德安,翁曉燕等.水稻葉片Rubisco活化酶表達的晝夜變化[J].植物生理與分子生物學學報,2002,28(1):37-40.
[9]宋揚.馬鈴薯Rubisco活化酶基因組織特異性啟動子的克隆及功能鑒定[D].北京:中國農業科學院.
[10] 朱圣庚,徐長法.生物化學[M].北京:高等教育出版社,2017.
[11] Yu A, Xie Y, Pan X, et al. Photosynthetic phosphoribu-lokinase structures: enzymatic mechanisms and the redox regula-tion of the Calvin-Benson- Bassham cycle [J]. The Plant Cell.2020, 32(5) : 1556-1573.
[12] Lopez-Calcagno PE, Howard TP, Raines CA. The CP12protein family: a thiore- doxin-mediated metabolic switch? [J].Frontiers in Plant Science, 2014, 5(9) : 1-9.
[13] Matsumura H, Kai A, Maeda T, et al. Structure basisfor the regulation of glyceral- dehyde-3-phosphate dehydroge-nase activity via the intrinsically disordered protein CP12[J].Structure , 2011 , 19 ( 12) : 1 846-1854.
[14]Pettersson C, Ryde- Pettersson U. Dependence of theCalvin cycle activity on kinetic parameters for the interaction ofnon-equilibrium cycle enzymes with their substrates [J]. Europe-an Journal of Biochemistry , 1989, 186: 683-687.
[15] Marri L, Sparla F, Pupillo P, et al. Coordinated geneexpression of photosynthetic glyceraldehyde-3-phosphate dehy-drogenase, phosphoribulokinase, and CP12 in Arabidopsisthaliana [J]. Joumal of Experimental Botany, 2004, 56 (409) :73-80.
[16] Chen X F, Yu T, Xiong J H, et al. Molecular cloningand expression analysis of rice phosphoribulokinase gene that isregulated by environmental stresses [J]. Molecular Biology Re-ports , 2005 , 31(4) : 249-255.
[17] Martin W, Brinkmann H, Savonna, C, et al. Evidencefor a chimeric nature of nuclear genomes: eubacterial origin ofeukaryotic glyceraldehyde- 3- phosphate dehydrogenase genes[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of theUnited States of America, 1993, 90(18) : 8692-8696.
[18]Shih MC, Goodman HM. Differential light regulated ex-pression of nuclear genes encoding chloroplast and cytosolic glyc-eraldehyde- 3- phosphate dehydrogenase in Nicotiana tabacurn[J]. The EMBO Journal, 1988, 7(4) : 893-898.
[19]李翔 ,桑勤勤 ,束勝等.外源油菜素內酯對弱光下番茄幼苗光合碳同化關鍵酶及其基因的影響 [J].報 , 2016, 43(10) : 2012-2020.
[20] Hahn, D, Kaltenbach C, Kuck, U. The Calvin cycle en-zyme sedoheptulose- 1, 7- bisphosphat - ase is encoded by alight-regulated gene in Chlamydomonas reinhardtii[J]. Plant Mo-lecular Biology , 1998, (36) : 929-934.
[21] Willingham NM, Lloyd JC, Raines CA. Molecular clon-ing of the Arabidopsis thaliana sedoheptulose- 1, 7- bisphospha-tase gene and expression studies in wheat and Arabidopsis thali-ana[J]. Plant Molecular Biology, 1994, (26) : 1191-1200.
[22] KoBmann J, MullerRober B, Dyer TA, et al. Cloningand expression analysis of the plastidic fructose- 1, 6-bisphos-phatase coding sequence from potato: circumstantial evidencefor the import of hexoses into chloroplasts [J].Planta, 1992,(188): 7-12.