GC-MS/MS法測定茶葉中68 種持久性有機污染物

徐 清，戴 明，劉文菁，歐陽立群，林 欽，王 征

（福建省產品質量檢驗研究院，福建 福州 350002）

茶葉作為全球三大重要加工飲品之一，歷來是我國重要的經濟作物和出口創匯產品。我國茶葉的消費總量也列居世界之最。然而，近幾年來茶葉質量安全事件的屢次頻發，不僅嚴重影響了茶產業的健康發展，還使我國茶業遭受巨大的經濟損失。現階段我國面臨的茶葉污染主要是空氣、土壤、水體、加工過程中產生，茶葉中環境污染物，特別是持久性有機污染物（persistent organic pollutants，POPs），已經成為茶葉質量安全關注的焦點之一。POPs是指一類具有耐降解性、蓄積性、高毒性、遷移性等特性的有機污染物。在過去的幾十年里，由于人類活動的影響，POPs持續存在于環境中，通過食物鏈生物積累，并產生生物放大效應，不斷影響人體的發育、神經系統、生殖系統、免疫系統。POPs已成為全球高度優先考慮的危害環境和人類健康的問題之一。

常見的POPs主要包括多環芳烴（polycyclic aromatic hydrocarbons，PAHs）、多氯聯苯（polychlorinated biphenyls，PCBs）、鄰苯二甲酸酯（phthalate esters，PAEs）、有機氯農藥（organochlorine pesticides，OCPs）四大類。其中，PAHs是由煤、石油、木材、煙草等各種天然有機物在空氣中不完全燃燒所產生形成的，包括萘、蒽、菲、芘等具有致畸、致癌、致突變的多環芳香族碳氫化合物。PCBs是一類人工合成的氯代芳烴類混合物，在工業上廣泛用作熱載體、絕緣油及潤滑油。PCBs結構十分穩定、半衰期長，具有生物毒性，已被國際癌癥中心納入為致癌物質。PAEs是一種國內外廣泛使用的增塑劑，它是由鄰苯二甲酸與特定的酯反應產生、具有軟化作用的結構類似的POPs。PAEs與塑料基質之間以非共價鍵的形式結合，極易溢出，可通過多種暴露途徑進入人體。流行病學研究發現PAEs是一種明確的“兒童持久過敏癥”的環境誘導劑。PAEs還會干擾人體內分泌，造成人體免疫力下降、兒童性早熟、損傷遺傳基因、引起心血管疾病等。OCPs廣泛應用于農作物中，以防治各種有害植物的寄生病、蟲害。OCP主要有六六六（hexachlorocyclohexane，HCH）和滴滴涕（dichlorodiphenyltrichloroethane，DDT）等品種，這一類型農藥屬于神經毒物，揮發性小、慢性毒性大，使用之后比較難消失。OCPs會干擾人體激素系統，從而損害人類生殖和免疫系統，并可能導致生殖疾病，如乳腺癌和前列腺癌。雖然一些OCPs的生產和應用在發達國家已經被禁止了幾十年，我國在2002年也已明令禁用。但由于OCPs的高持久性和半揮發性特性，使它們仍然廣泛存在于水、土壤、沉積物、大氣、魚類和食品中。在茶葉的檢測中經常出現OCPs超標，嚴重影響茶葉經濟的發展。

目前，對茶葉中持久性污染物分析的很多方法雖然能夠同時檢測幾十種以上污染物，但方法普遍只關注一兩類具有密切物理化學性質的污染物，能同時分析大量多類型污染物的方法甚少。本方法擬采用氣相色譜-串聯質譜（gas chromatography-tandem mass spectrometry，GC-MS/MS）法建立同時測定茶葉中多種POPs的方法，對于完善國內相關方面的檢測方法、加強茶葉中多種POPs的監測無疑具有重要的價值，并為建立其相應的檢測方法標準奠定基礎。同時為新環境下探尋茶葉中POPs關鍵控制點提供思路，對我國茶產業質量安全具有十分重要的意義。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

福建綠茶 華祥苑茶業股份有限公司；湖南黑茶中茶湖南安化第一茶廠有限公司長沙芙蓉中路分公司。

16 種PAHs標準溶液：萘（naphthalene，Nap）、苊烯（acenaphthylene，AcPy）、苊（acenaphthene，AcP）、芴（fluorene，Flu）、菲（phenanthrene，Phe）、蒽（anthracene，Ant）、熒蒽（fluoranthene，Flt）、芘（pyrene，Pyr）、苯并()蒽（benzo()anthracene，BaA）、?（chrysene，Chr）、苯并()熒蒽（benzo()fluoranthene，BbFL）、苯并()熒蒽（benzo()fluoranthene，BkFL）、苯并()芘（benzo()pyrene，BaP）、茚(1,2,3-)芘（indeno(1,2,3-)pyrene，Inp）、二苯并(,)蒽（dibenzo(,)anthracene，DBA）、苯并(,,)苝（benzo(,,)perylene，BghiP），質量濃度均為100 μg/mL 美國Accustandard 公司；19 種PAEs標準溶液：鄰苯二甲酸二甲酯（dimethyl phthalate，DMP）、鄰苯二甲酸二乙酯（diethyl phthalate，DEP）、鄰苯二甲酸二異丙酯（diisopropyl phthalate，DIPrP）、鄰苯二甲酸二烯丙酯（diallyl phthalate，DAP）、鄰苯二甲酸二丙酯（dipropyl phthalate，DPRP）、鄰苯二甲酸二異丁酯（diisobutyl phthalate，DIBP）、鄰苯二甲酸二丁酯（dibuthyl phthalate，DBP）、鄰苯二甲酸二(2-甲氧基)乙酯（bis(2-methoxyethyl) phthalate，DMEP）、鄰苯二甲酸二(4-甲基-2-戊基)酯（bis(4-methyl-2-pentyl)phthalate，BMPP）、鄰苯二甲酸二(2-乙氧基)乙酯（bis(2-ethoxyethyl)phthalate，DEEP）、鄰苯二甲酸二戊酯（dipentyl phthalate，DPP）、鄰苯二甲酸二己酯（dihexyl phthalate，DnHP）、鄰苯二甲酸丁基芐基酯（butylbenzyl phthalate，BBP）、鄰苯二甲酸二(2-丁氧基)乙酯（bis(2-butoxyethyl) phthalate，DBEP）、鄰苯二甲酸二環己酯（dicyclohexyl phthalate，DCHP）、鄰苯二甲酸二庚酯（diheptyl phthalate，DHP）、鄰苯二甲酸二(2-乙基)己酯（bis(2-ethylhexyl)phthalate，DEHP）、鄰苯二甲酸二苯酯（phenyl phthalate，DPhP）、鄰苯二甲酸二正辛酯（di--octyl phthalate，DNOP）（質量濃度均為100 μg/mL） 美國Accustandard公司；18 種PCBs標準溶液：2,2,4′-三氯聯苯（2,4,4′-trichlorobiphenyl，PCB-28）、2,2′,5,5′-四氯聯苯（2,2′,5,5′-tetrachlorobiphenyl，PCB-52）、3,3′,4,4′-四氯聯苯（3,3′,4,4′-tetrachlorobiphenyl，PCB-77）、3,4,4′,5-四氯聯苯（3,4,4′,5-tetrachlorobiphenyl，PCB-81）、2,2′,4,5,5′-五氯聯苯（2,2′,4,4′,5-pentachloro biphenyl，PCB-101）、2,3,3′,4,4′-五氯聯苯（2,3,3′,4,4′-pentachlorobiphenyl，PCB-105）、2,3,4,4′,5-五氯聯苯（2,3,4,4′,5-pentachlorobiphenyl，PCB-114）、2,3′,4,4′,5-五氯聯苯（2,3′,4,4′,5-pentachlorobiphenyl，PCB-118）、2′,3,4,4′,5-五氯聯苯（2′,3,4,4′,5-pentachlorobiphenyl，PCB-123）、3,3′,4,4′,5-五氯聯苯（3,3′,4,4′,5-pent achlorobiphenyl，PCB-126）、2,2′,3,4,4′,5′-六氯聯苯（2,2′,3,4,4′,5′-hexachlorobiphenyl，PCB-138）、2,2′,4,4′,5,5′-六氯聯苯（2,2′,4,4′,5,5′-hexachlorobiphenyl，PCB-153）、2,3,3′,4,4′,5-六氯聯苯（2,3,3′,4,4′,5-hexachlorobiphenyl，PCB-156）、2,3,3′,4,4′,5′-六氯聯苯（2,3,3′,4,4′,5′-hexachlorobiphenyl，PCB-157）、2,3′,4,4′,5,5′-六氯聯苯（2,3′,4,4′,5,5′-hexachlorobiphenyl，PCB-167）、3,3′,4,4′,5,5′-六氯聯苯（3,3′,4,4′,5,5′-hexachlorobiphenyl，PCB-169）、2,2′,3,4,4′,5,5′-七氯聯苯（2,2′,3,4,4′,5,5′-heptachlorobiphenyl，PCB-180）、2,3,3′,4,4′,5,5′-七氯聯苯（2,3,3′,4,4′,5,5′-heptachlorobiphenyl，PCB-189）（質量濃度均為100 μg/mL） 美國Accustandard公司；15 種OCPs標準溶液：-HCH、六氯苯（hexachlorobenzene，HCB）、-HCH、-HCH、-HCH、七氯（heptachlor，Hepta）、艾氏劑（Aldrin）、外環氧七氯（heptachlorexo-epoxide，Isomer B）、內環氧七氯（heptachlor-endo-epoxide，Isomer A）、反式氯丹（chlordane，-chlordane）、順式氯丹（-chlordane，-chlordane）、,′-滴滴伊（2,2-bis(4-chlorophenyl)-1,1-dichloroethylene，,′-DDE）、,′-滴滴滴（2,2-bis(4-chlorophenyl)-1,1-dichloroethane，,′-DDD）、,′-滴滴滴（2,4-dichlorodiphenyldichloroethane，,′-DDD）、,′-滴滴涕（4,4′-dichlorodiphenyltrichloroethane，,′-DDT）（質量濃度均為100 μg/mL） 美國Accustandard公司。

無水硫酸鎂（分析純）、二氯甲烷（分析純，經旋轉蒸發儀重蒸餾制得） 太倉滬試試劑有限公司；-丙基乙二胺（primary secondary amine，PSA，粒度4 μm） 日本GL Sciences有限公司；多壁碳納米管（multi-wall carbon nanotubes，MWCNTS，粒徑5 nm）天津博納艾杰爾科技有限公司；正己烷（分析純，經旋轉蒸發儀重蒸餾制得） 天津市科密歐化學試劑有限公司；MIPs/SPE（CNWBOND 1 g/10 mL） 德國CNW公司。

1.2 儀器與設備

BSA 124S分析天平 賽多利斯科學儀器（北京）有限公司；SIGmR 4-16ks高速冷凍離心機 美國Sigma公司；IKAMS 3 basic單發渦旋振蕩器 上海滬粵明科學儀器有限公司；RE-5203旋轉蒸發儀 上海亞榮生化儀器廠；DTC-27超聲波清洗機 鼎泰（湖北）生化科技設備制造有限公司；40 kHz、7000D氣相色譜-三重四極桿串聯質譜儀 美國安捷倫公司；ASE-350加速溶劑萃取（accelerated solvent extractor，ASE）儀 美國Thermo公司。

1.3 方法

1.3.1 標準溶液配制

分別準確移取PAHs、OPCs、PCBs、PAEs混合標準品各1.00、1.00、0.20、0.40 mL于10 mL容量瓶中，用正己烷稀釋，定容至10 mL，充分搖勻，配制成68 種POPs標準中間液，再用逐級稀釋的方法，配制標準溶液如下：PAHs、OPCs質量濃度均為0.005、0.01、0.05、0.25、2.5 μg/mL，PCBs質量濃度為0.001、0.002、0.01、0.05、0.5 μg/mL，PAEs質量濃度為0.002、0.004、0.02、0.1、1.0 μg/mL，現配現用。

1.3.2 樣品前處理

1.3.2.1 樣品提取

隨機取樣500 g粉碎后充分混勻，精準稱取2.00 g樣品，置于ASE的萃取池中，將萃取溫度設定為100 ℃，靜態萃取時間設定為10 min。萃取溶劑使用正己烷-丙酮（9∶1，/），萃取壓力設定為1 500 psi，ASE的靜態循環次數為3 次。萃取完成后，將萃取液氮吹濃縮至近干，再用正己烷定容到1 mL。

1.3.2.2 提取液凈化

采用CNWBOND分子印跡柱，依次用5 mL二氯甲烷及5 mL正己烷活化柱子。將待凈化液轉移進柱子，待液面降至柱床時，用6 mL正己烷淋洗柱子，將全部流出液氮吹濃縮至約2 mL后加入QuEChERS凈化包（0.15 g MWCNTS、0.15 g PSA、0.15 g無水硫酸鎂），渦旋均勻，14 000 r/min離心5 min。再用6 mL二氯甲烷洗脫上述分子印跡柱，收集洗脫液與QuEChERS凈化后溶液合并混勻，氮吹濃縮至近干，再用正己烷定容到2.0 mL，待上機。

1.3.2.3 空白實驗

除不加實驗外，均按1.3.2.1、1.3.2.2節測定步驟進行，操作過程中應避免接觸塑料制品，待上機。

1.3.3 儀器條件

1.3.3.1 色譜條件

色譜柱：DB-5ms毛細管柱（30 m×250 μm，0.25 μm）；載氣：氦氣（He）；恒壓，壓力8.001 3 psi；進樣口溫度250 ℃；升溫程序：60 ℃保持1 min，以40 ℃/min升溫到170 ℃，保持1 min，再以10 ℃/min升溫到310 ℃并保持5 min；色譜柱流量1.0 mL/min；進樣量1.0 μL；進樣方式：不分流進樣。

1.3.3.2 質譜條件

離子源：電子電離（electron ionization，EI）源；離子源溫度280 ℃；電離能量70 eV；碰撞氣體：氮氣；傳輸線溫度290 ℃；溶劑延遲時間4 min；數據采集模式：多反應監測模式（multiple reaction monitoring，MRM）。68 種POPs的質譜信息見表1。

表1 68 種POPs的離子對信息、碰撞電壓和保留時間Table 1 Quantitative ions,qualitative ions,collision energy and retention time of 68 POPs

續表1

2 結果與分析

2.1 提取條件的優化

2.1.1 加速溶劑萃取條件的優化

加速溶劑萃取是一種在高溫高壓的條件下，用溶劑萃取固體或者是半固體樣品的前處理方法。由于加速溶劑萃取的提取效率極高，除目標物外部分雜質也會被同時萃取下來，因此，萃取溶劑、萃取溫度、靜態萃取時間和循環萃取次數等條件均需優化。

2.1.1.1 萃取溶劑的選擇

對目標物的溶解性的大小是影響萃取回收率的關鍵因素，由于POPs是一類非極性或弱極性化合物，考慮到“相似相溶”原理，優先選用實驗室常用的極性較弱試劑正己烷、甲苯和二氯甲烷進行萃取，研究了提取液對空白樣品加標（0.1 mg/kg）萃取平均回收率的影響，結果見圖1。結果表明，正己烷對多數目標物的萃取效果最佳，根據文獻報道，加入一定量丙酮能夠更好地提取POPs，因此，考察正己烷-丙酮（9∶1，/）和正己烷-丙酮（1∶1，/）對上述加標樣的萃取效果，結果發現萃取效果差異不大，且均優于正己烷直接提取，但正己烷-丙酮（1∶1，/）萃取液中含有大量色素類雜質，顏色較深。因此，本實驗選擇正己烷-丙酮（9∶1，/）混合液作為ASE的萃取溶劑。

圖1 萃取溶劑對68 種POPs回收率的影響Fig.1 Effect of extraction solvents on recovery rates of 68 POPs

2.1.1.2 萃取溫度的選擇

由于溶劑的黏度會隨著溫度的升高逐步下降，從而加強了溶劑浸潤茶葉和溶解目標物的能力。升溫同時也有助于破壞目標物和基質之間的作用力，增強目標物擴散到溶劑中的能力。但是過高的溫度也可能會造成目標物的降解等問題而影響萃取效果，通常ASE的適合溫度為75～125 ℃。以正己烷-丙酮（9∶1，/）為溶劑，比較不同萃取溫度（80、90、100、110、120 ℃）空白茶葉基質中添加回收（各目標物添加量為0.1 mg/kg）實驗下POPs的回收率，結果見圖2。結果表明，當萃取溫度為100 ℃和110 ℃時，多數目標物的萃取回收率最高，當萃取溫度為80、90 ℃，部分高沸點目標物的回收率較低，萃取溫度為120 ℃時，部分低沸點目標物的回收率較低。另外，考慮到在能滿足要求的情況下，用盡可能低的萃取溫度可以節省能源，故最終設定ASE萃取溫度為100 ℃。

圖2 萃取溫度對68 種POPs回收率的影響Fig.2 Effect of extraction temperature on recovery rates of 68 POPs

2.1.1.3 靜態萃取時間的選擇

在ASE萃取過程中，熱平衡時間、吹掃時間分別與萃取溫度、萃取池體積相關，因此，需要優化的萃取時間為靜態萃取時間。本實驗在固定其他萃取條件下，分別考察5、10、15、20 min 68 種POPs萃取回收率的影響，結果見圖3。結果表明，靜態萃取時間為10 min時，50 種以上POPs萃取回收率達到85%以上，增加靜態萃取時間，回收率增加不明顯，考慮到時間成本和使用效率問題，因此，選擇ASE的靜態萃取時間為10 min。

圖3 靜態萃取時間對68 種POPs回收率的影響Fig.3 Effect of static extraction time on recovery rates of 68 POPs

2.1.1.4 靜態循環次數的選擇

對于濃度很高或者基質穿透性很差的樣品，采用多次靜態循環能夠有效提高萃取效率。本實驗在固定其他萃取條件下，分別考察靜態循環1、2、3、4、5 次對66 種POPs萃取回收率的影響，結果見圖4。結果表明，循環萃取3 次時大部分目標物回收率高于85%。增加循環次數，回收率增加不明顯，且溶劑中含有的微量部分PAEs回收率會達到110%以上，因此，選擇ASE的靜態循環次數為3 次。

圖4 靜態循環次數對68 種POPs回收率的影響Fig.4 Effect of number of static cycles on recovery rates of 68 POPs

2.1.2 凈化條件的選擇

茶葉ASE提取液中共流出的干擾物含量較高，直接進樣一方面會污染儀器，另一方面也會因為極強的基質效應造成檢驗結果不準。其中色素干擾物去除常見的方法是使用MWCNTS，但是MWCNTS對于PAHs這類平面結構的化合物吸附性極強，因此本實驗先選用分子印跡柱將PAHs從茶葉提取液中保留下來，再使用QuEChERS方法凈化固相萃取的流出液，該流出液包含除PAHs以外的另外52 種POPs，最后將QuEChERS方法凈化和分子印跡固相萃取凈化液合并后濃縮，并優化了凈化條件。

2.1.2.1 分子印跡固相萃取（MIPs/SPE）凈化條件

采用文獻[29]的凈化方法，考察對16 種PAHs的凈化回收率，結果表明，回收率在78.3%～103.2%之間，凈化效果良好。MISPE法對目標化合物的特異選擇性強，能從茶葉提取液這種復雜基質中將PAHs分離，并且具有較強的富集能力，能吸附低濃度的目標化合物。

2.1.2.2 QuEChERS凈化條件的優化

常用的吸附劑有C、PSA、MWCNTS、Florisil、GCB等，其中PSA能去除樣品中的有機酸、茶多酚和兒茶素類物質；C能吸附非極性物質，可去除少量色素、甾醇、脂肪和維生素等；MWCNTS、Florisil、GCB的添加均可吸附色素類物質，而MWCNTS對色素的去除效果最優，因此選擇C、PSA、MWCNTS作為吸附劑。

影響QuEChERS凈化效果的參數主要有吸附劑的用量、基質溶劑的種類、基質溶劑的用量、凈化時間。因此選取上述幾點作為4 個因素，按照1.3.2節的方法處理綠茶樣品，考察0.20 mg/kg加標量的凈化效果，以68 種目標物的平均回收率為考察指標，用L（3）正交試驗表安排試驗，見表2。通過正交試驗得出這4 個因素對提取效率的影響為＞＞＞，最優合成條件為。

表2 QuEChERS凈化正交試驗因素與水平Table 2 Levels of four independent variables used in orthogonal array design for optimization of QuEChERS conditions

2.1.3 提取凈化條件的驗證

由于未發現含有PCBs的茶葉陽性樣品，故選擇3 份分別檢出6 種PAHs、5 種PAEs和1 種OCPs的陽性樣品，按照2.1.1、2.1.2節中的方法驗證提取和凈化條件，發現3 份陽性樣品的優化結果和加標樣品的優化結果一致，故該前處理方法適用于實際茶葉中POPs檢測。

2.2 儀器條件的優化

2.2.1 色譜柱的選擇

由于POPs 是一類非極性或弱極性化合物，根據“相似相溶”原理，先選擇HP-5 ms 毛細管柱（30 m×0.25 mm，0.25 μm）進行分離，結果表明BbFL和BkFL分離不開，重合為一個峰，見圖5A，通過調節升溫程序，無法改善分離效果，于是再選擇DB-5ms毛細管柱（30 m×0.25 mm，0.25 μm）進行分離，BbFL和BkFL得到了有效分離，峰形尖銳對稱，見圖5B。由此可見，即使同為5%苯基甲基聚硅氧烷彈性石英毛細管柱，不同廠家產品之間還是有所不同。根據實驗結果，選擇DB-5ms毛細管柱用于本研究。

圖5 BbFL和BkFL的MRM色譜圖Fig.5 MRM chromatograms of BbFL and BkFL

2.2.2 質譜條件的選擇

在確定各種POPs的母離子后，采用子離子掃描方式進行二級質譜分析，分別選取豐度較強的主要碎片離子作為定量子離子，豐度次強的主要碎片離子作為輔助定性子離子。通過優化碰撞能量、離子能量、質譜分辨率等質譜參數，使各種POPs的基峰離子與特征碎片離子產生的離子對強度均達到最大。

為優化質譜的參數，需要將68 種目標化合物進行全掃描，全掃描的目的為了選擇豐度較高且質量數較大的特征離子作為目標離子的母離子，有助于消除雜質的干擾。選用MRM采集模式，一方面是因為它能夠有效提高多種POPs的分辨率，降低假陽性的檢出率，另一方面其專屬性強、靈敏度高、抗干擾能力強，是目前最靈敏的MS模式，尤其適用于多種POPs的測定。因此選用MRM為最佳數據采集模式。根據歐盟2002/657/EC指令規定可知，只需要選擇兩個或兩個以上離子對作為確證點，方可準確定性定量。

在選定的色譜條件下，利用GC-MS/MS全掃描方式，對68 種POPs基質加標溶液進行分析，得到總離子流色譜圖（圖6），68 種目標物均得到了良好分離，且具有較高的靈敏度。

圖6 0.20 mg/kg基質加標樣品提取液的EI-MRM色譜圖Fig.6 MRM chromatogram of sample spiked with 0.20 mg/kg of standards

2.3 基質效應的評價

對于痕量檢測來說，基質效應是定量分析中必須考慮的問題。基質效應評價主要以基質匹配標準曲線斜率和純溶劑標準曲線斜率比確定。當斜率比＜0.9時，為基質抑制效應；當0.9≤斜率比≤1.1時，基質效應可以忽略；當斜率比＞1.1時，為基質增強效應。以空白綠茶為基質配制標準曲線和純溶劑標準曲線進行比較，結果見表3，其中32 種目標物表現出一定程度的基質增強效應。因此采用基質匹配標準曲線進行定量，以消除基質效應。

表3 68 種POPs的線性回歸參數、檢出限和基質效應Table 3 Regression parameters,detection limits,and matrix effects of 68 POPs

續表3

2.4 線性范圍和檢出限

選取已知空白綠茶樣品，用1.3.2節的前處理方法，得到基質提取液，再使用逐級稀釋的方法用其制備與1.3.1節一致的基質標準系列溶液，分別測定，以每種POPs的質量濃度為橫坐標，定量離子對的峰面積為縱坐標繪制標準曲線，結果見表3。68 種POPs在各自范圍內均呈良好的線性關系，線性相關系數均高于0.99。以3 倍信噪比為檢出限，10 倍信噪比為定量限，檢出限和定量限如表3所示，68 種POPs的檢出限（＞3 倍信噪比）與定量限（≥10 倍信噪比）分別在0.11～4.3 μg/kg與0.4～14.3 μg/kg之間。

2.5 回收率及精密度實驗結果

在優化后的實驗條件下，分別在綠茶、黑茶樣品中做加標回收實驗，添加水平分別為各POPs的1、2 倍定量限和10 倍定量限，每個水平做3 個平行，回收率和精密度結果見表4。在3 個不同添加水平下，68 種POPs的加標回收率為73.1%～109.5%，相對標準偏差（relative standard deviation，RSD）為0.1%～9.3%，表明方法的準確度和精密度均較好。

表4 綠茶和黑茶在不同加標水平下68 種POPs的加標回收率與精密度（n=3）Table 4 Recoveries and precision RSDs of 68 POPs in green tea and dark tea at different spiked concentration levels (n=3)

續表4

2.6 實際樣品檢測結果

利用本研究建立的方法對2020—2021年抽檢的60 份茶葉樣品中的68 種POPs進行測定，所有樣品均檢出POPs。其中PCBs均未檢出；OPCs僅一份樣品檢出,′-DDT，含量為121.3 μg/kg；PAHs僅有2 份樣品未檢出，含量范圍為未檢出～323.1 μg/kg，檢出率和檢出量均較高的項目包括Nap、AcPy、AcP、Phe和Chr；PAEs均有檢出，含量范圍為215.1～16 571.2 μg/kg，檢出率和檢出量均較高的為DMP、DEP、DIBP、DBP和DEHP。

3 結論

建立茶葉中68 種POPs的GC-MS/MS分析檢測方法。通過優化萃取條件，優化分子印跡柱與QuEChERS法凈化方式，優化GC-MS/MS全掃描分析等儀器條件，方法學參數驗證良好。該方法適應性強，適用于不同茶葉樣品中POPs的實際檢測。方法對于完善國內POPs的檢測方法、加強茶葉中多種POPs的監測具有重要價值，為建立POPs相應的檢測方法標準奠定基礎。