基于多途徑聯合效應的甘草防治膿毒血癥活性成分篩選及作用機制研究

梁龍鑫，任璐彤，劉婷婷，高 源，徐 廣，肖小河*，柏兆方

1. 江西中醫藥大學藥學院，江西 南昌 330004

2. 解放軍總醫院 第五醫學中心 肝病醫學部，北京 100039

3. 內蒙古自治區人民醫院 藥學處，內蒙古 呼和浩特 010010

4. 遵義醫科大學第三附屬醫院（遵義市第一人民醫院），貴州 遵義 563002

5. 首都醫科大學中醫藥學院，北京 100069

甘草始載于《神農本草經》，為豆科植物甘草GlycyrrhizauralensisFisch.、脹果甘草G.inflataBat.或光果甘草G.glabraL.的干燥根和根莖，味甘性平，具有清熱解毒、補氣益脾、祛痰、止咳、緩急止痛、調和諸藥等功效，常用于臨床，且素有“十方九草”之稱[1]。此外，甘草作為我國傳統的藥食兩用類中藥，廣泛應用于食品、保健品等多個領域。現代藥理學研究表明，甘草具有保肝、抗炎[2]、抗病毒[3]、抗氧化[4]、抗纖維化[5]、抗腫瘤[6]等多種藥理活性，目前已被開發為復方甘草片、甘草酸二銨膠囊等多種中成藥制劑。

膿毒血癥是一種感染性的炎癥反應綜合征，可導致多種器官功能性障礙，具有發病率高、病死率高等特點[7]，其發病機制較為復雜，涉及炎癥反應、氧化應激等系列機體反應，現階段雖然常規用藥如廣譜抗菌類藥物、糖皮質激素等，均可起到良好的治療效果，但臨床應用中往往存在一定的局限性，如抗生素在明確感染細菌種類的早期膿毒血癥的防治中可發揮較好的治療效果，但長期使用易產生耐藥性[8]；大劑量、短療程的糖皮質激素治療方案可能引起繼發性感染[9]。膿毒血癥發病迅速，病情兇險，臨床亟需針對膿毒血癥發病傳變特點的藥物以實現臨床藥物的精準用藥。

甘草及其成分具有調節促炎及抗炎細胞因子水平、提高免疫細胞活性等免疫調節作用[10-17]。課題組基于前期工作基礎，針對甘草展開了系列免疫活性研究[18-21]。本研究發現刺甘草查耳酮、甘草酸是甘草中較強的抗炎、抗氧化的活性成分，多種成分在體內通過調節多個靶點產生多個效應從而起到治療疾病的作用，并對比研究了二者聯合用藥在脂多糖（lipopolysaccharide，LPS）誘導的膿毒血癥模型中的作用效果，以期初步闡明甘草活性成分協同抗膿毒血癥的藥效特征，為甘草相關制劑的新藥研發提供實驗基礎。

1 材料

1.1 動物

SPF 級C57BL/6 WT 雌性小鼠，6～8 周齡，體質量18～22 g，購自斯貝福生物技術有限公司，動物合格證號SCXK（京）2019-0010，飼養于解放軍總醫院第五醫學中心動物實驗室，溫度21～24 ℃，12 h 光暗循環。動物實驗經中國人民解放軍總醫院第五醫學中心批準，符合《實驗動物管理條例》要求，動物實驗倫理批準號為IACUC-2021-0012。

1.2 藥品與試劑

甘草苷、甘草素、甘草次酸、芹糖異甘草苷、芒柄花苷、光甘草定、刺甘草查耳酮、甘草酸、H2DCFDA探針、巨噬細胞集落刺激因子（macrophage colony stimulating factor，M-CSF）、NOD 樣受體熱蛋白結構域相關蛋白3（NOD-like receptor thermal protein domain associated protein 3，NLRP3）炎癥小體抑制劑MCC950（批號分別為HY-N0376、HY-N0377、HYN0180、HY-N2497、HY-N0270、HY-N0393、HY-N0269、HY-N0184、HY-D0940、HY-P7085、HY-12815A）均購自美國MedChemExpress 公司，化合物質量分數均＞98%；異甘草苷、甘草酸單銨（批號分別為T5S0331、T6384，質量分數＞99%）購自TargetMol 公司；甘草提取物（批號DST20220215）購自成都樂美天醫藥科技有限公司；DMEM 培養基、胎牛血清、Opti-MEM 培養基（批號分別為11965092、C0232、2427634）均購自美國Gibco 公司；二甲基亞砜（dimethyl sulfoxide，DMSO）、PBS（批號分別為QN0746、SNM249）購自北京百奧萊博科技有限公司；Lamin B 抗體（批號17416）購自美國CST 公司；半胱氨酸天冬氨酸蛋白酶-1（cystein-asparate protease-1，Caspase-1）抗體（批號AG-20B-004）購自安諾倫（北京）生物科技有限公司；Ly-6G/Ly-6C 抗體、F4/80 抗體、CD11b 抗體（批號分別為108407、123108、101212）均購自Biolegend 公司；總超氧化物歧化酶（superoxide dismutase，SOD）活性檢測（NBT 法）試劑盒（批號S0109）購自上海碧云天生物技術有限公司；細胞增殖與活性檢測（CCK-8 法）試劑盒（批號ck04-500T）購自上海同仁藥業股份有限公司；IL-1β、腫瘤壞死因子-α（tumor necrosis factor-α，TNF-α）ELISA 檢測試劑盒（批號分別為1210602、1217202）購自達科為生物技術有限公司；LPS、尼日利亞菌素、H2O2（批號分別為L2880、N7143、323381）購自美國Sigma-Aldrich 公司；抗小鼠IgG 二抗（批號115-035-003）購自美國Jackson Immuno Research 公司。

1.3 儀器

HERAcell VIOS 160i 型CO2培養箱、TGL-18M型低溫高速離心機（美國Thermo Fisher Scientific 公司）；SpectraMax iD5 型酶標儀（美國Promega 公司）；PowerPac HC 型電泳儀、Trans-Blot 型轉印槽（美國Bio-Rad 公司）；FACSCantoTMII 型流式細胞儀（美國BD 公司）。

2 方法

2.1 小鼠骨髓來源巨噬細胞（bone marrow-derived macrophages，BMDM）的制備及培養

小鼠經乙醚麻醉后脫頸處死，使用75%乙醇浸泡消毒30 min，無菌操作臺中分離小鼠脛骨，用37 ℃預熱的DMEM 培養基（含10%胎牛血清、1%青霉素-鏈霉素）沖洗骨髓腔，使脛骨內容物均被沖出，收集混合液，加入50 ng/mL M-CSF，吹打混勻，放入培養基，置于5% CO2、37 ℃的培養箱中培養5～7 d 后，得到BMDM 細胞。

2.2 NLRP3 炎癥小體激活模型篩選甘草中10 種活性成分

2.2.1 Western blotting 檢測細胞上清液中Caspase-1 p20 及細胞裂解液中 Caspase-1 p45 蛋白表達BMDM 以1×106個/mL 接種于12 孔板中，培養24 h，待細胞貼壁完全后，更換為含50 μg/L LPS 的培養液，恒溫培養4 h。棄上清，分別加入含40 μmol/L甘草苷、甘草素、異甘草苷、甘草次酸、芹糖異甘草苷、甘草酸單銨、芒柄花苷、光甘草定、刺甘草查耳酮、甘草酸的培養液，恒溫培養1 h，加入NLRP3炎癥小體激活劑尼日利亞菌素（7.5 μmol/L）刺激30 min，另設置不含藥物的對照組，收集細胞及上清液。細胞上清液加入1/4 體積的三氯乙酸，于-20 ℃儲存2 h 以上，待蛋白沉淀后，4 ℃、12 000 r/min離心15 min，棄上清，加入冰丙酮以清洗蛋白。棄去丙酮，加入1×Loading Buffer，混勻后制成上清蛋白樣品。細胞加入裂解液提取蛋白，加入1×Loading Buffer，金屬浴煮沸15 min 使蛋白變性，得到細胞裂解蛋白樣品。蛋白樣品經十二烷基硫酸鈉-聚丙烯酰胺凝膠電泳，轉至PVDF 膜，封閉后加入一抗孵育，洗滌后加入二抗孵育，顯影[22]。

2.2.2 細胞上清液中IL-1β 水平檢測 按照ELISA試劑盒說明書檢測細胞上清液中IL-1β 水平。

2.3 體外氧化應激模型篩選甘草中10 種活性成分

2.3.1 CCK-8 法檢測 H2O2對細胞活性的影響BMDM 以1×106個/mL 接種于96 孔板中，培養24 h，待細胞貼壁完全后，分別加入0、50、100、200、400、600、800、1000 μmol/L 的H2O2，每組設3 個復孔，于培養箱中培養12 h。棄去上清液，避光加入CCK-8 試劑，孵育30 min，采用酶標儀測定吸光度（A）值。

2.3.2 ROS 水平的檢測 BMDM 以1.2×106個/mL接種于6 孔板中，培養24 h，待細胞貼壁完全后，分別加入含40 μmol/L 甘草苷、甘草素、異甘草苷、甘草次酸、芹糖異甘草苷、甘草酸單銨、芒柄花苷、光甘草定、刺甘草查耳酮、甘草酸的培養液，恒溫培養1 h 后，加入200 μmol/L H2O2培養16 h，另設置不含藥物的對照組，清洗細胞，后加入H2DCFDA 探針，避光孵育30 min，使用流式細胞儀檢測ROS 水平。

2.4 CCK-8 檢測刺甘草查耳酮和甘草酸對細胞活性的影響

2.4.1 刺甘草查耳酮和甘草酸對BMDM 活性的影響 BMDM 以1×106個/mL 接種于96 孔板中，培養24 h，待細胞貼壁完全后，分別加入0、31.25、62.5、125、250、500、1000 μmol/L 甘草酸或0、5、10、20、40、60、80 μmol/L 刺甘草查耳酮，每組設3 個復孔，于培養箱中培養12、24 h，檢測A值。

2.4.2 刺甘草查耳酮和甘草酸對 H2O2刺激的BMDM 活性的影響 BMDM 以1×106個/mL 接種于96 孔板中，培養24 h，待細胞貼壁完全后，分別加入200 μmol/L 甘草酸或40 μmol/L 刺甘草查耳酮，恒溫培養1 h 后，加入400 μmol/L H2O2培養12 h，檢測A值。

2.5 刺甘草查耳酮和甘草酸對細胞SOD 活性的影響

BMDM 以1.2×106個/mL 接種于6 孔板中，培養24 h，待細胞貼壁完全后，分別加入200 μmol/L甘草酸或40 μmol/L 刺甘草查耳酮，再加入400、600 μmol/L H2O2誘導氧化損傷，刺激12 h，按試劑盒說明書檢測SOD 活性。

2.6 Western blotting 檢測刺甘草查耳酮和甘草酸對細胞上清液中Caspase-1 p20 及細胞裂解液中Caspase-1 p45 蛋白表達的影響

BMDM 以1×106個/mL 接種于12 孔板中，培養24 h，待細胞貼壁完全后，更換為含50 μg/L LPS的培養液，恒溫培養4 h。棄上清，分別加入含25、50、100、200 μmol/L 甘草酸或5、10、20、40 μmol/L刺甘草查耳酮的培養液，恒溫培養1 h，加入7.5 μmol/L 尼日利亞菌素刺激30 min，另設置不含藥物的對照組，收集細胞及上清液。采用Western blotting檢測細胞上清液中Caspase-1 p20 及細胞裂解液中Caspase-1 p45 蛋白表達。

2.7 ELISA 檢測刺甘草查耳酮和甘草酸對細胞上清液中IL-1β 水平的影響

取“2.6”項下細胞上清液，按照ELISA 試劑盒說明書檢測細胞上清液中IL-1β 水平。

2.8 刺甘草查耳酮和甘草酸對LPS 誘導的膿毒血癥致死模型小鼠生存率的影響

基于課題組前期研究[18]及預實驗結果，將甘草酸與刺甘草查耳酮的基礎給藥劑量均設置為20 mg/kg。MCC950 作為NLRP3 炎癥小體的抑制劑，可以延長LPS 誘導的膿毒血癥小鼠的存活率[23-24]，本實驗將其作為陽性對照藥，并根據課題組前期對炎癥小體抑制的實驗結果[18-19]，MCC950 劑量為40 mg/kg。小鼠適應性喂養3 d 后，隨機分為模型組，甘草酸低、高劑量（20、40 mg/kg）組，刺甘草查耳酮低、高劑量（20、40 mg/kg）組，甘草酸（20 mg/kg）-刺甘草查耳酮（20 mg/kg）組和MCC950（40 mg/kg）組，每組12 只。造模前小鼠禁食8 h，各給藥組ip 相應藥物，模型組ip 等體積的含5%DMSO 和5%聚山梨酯-80 的生理鹽水溶液，預給藥1 h 后，小鼠ip LPS（20 mg/kg）誘導膿毒性休克，持續觀察小鼠死亡情況，每2 小時記錄小鼠死亡只數，繪制生存率曲線。

2.9 刺甘草查耳酮和甘草酸對LPS 誘導的膿毒血癥小鼠模型炎癥因子水平的影響

小鼠適應性喂養3 d 后，隨機分為對照組、模型組、MCC950（40 mg/kg）組、甘草提取物（1.3 g/kg）[25]組、刺甘草查耳酮（20 mg/kg）組、甘草酸（20 mg/kg）組和甘草酸（20 mg/kg）-刺甘草查耳酮（20 mg/kg）組，每組8 只。造模前小鼠禁食8 h，各給藥組ig 甘草提取物或ip MCC950、刺甘草查耳酮、甘草酸，對照組和模型組ig 生理鹽水或ip 含5% DMSO 和5%聚山梨酯-80 的生理鹽水溶液，預給藥1 h 后，造模小鼠ip LPS（20 mg/kg），對照組小鼠ip 等體積的生理鹽水，3 h 后取材，收集腹腔灌洗液以及眼眶血。采用頸椎脫臼法處死小鼠，將在冰浴中預冷的PBS 注入小鼠腹腔內，輕揉小鼠腹部2 min，隨后取出腹腔內的PBS，得到腹腔灌洗液。將腹腔灌洗液分出部分用于ELISA 試劑盒檢測IL-1β 和TNF-α，其余用于提取滲出細胞。滲出細胞使用F4/80 抗體對巨噬細胞進行染色，用CD11b 抗體及Ly6C/Ly6G 抗體對中性粒細胞進行染色，使用流式細胞儀進行細胞計數。按試劑盒說明書測定外周血和腹腔灌洗液中IL-1β 和TNF-α 水平。

2.10 統計學分析

采用SPSS v23.0 和GraphPad Prism 9.0.0 軟件對實驗數據進行統計學分析，結果以±s表示，組間差異比較用單因素方差分析處理；生存曲線由GraphPad Prism 9.0.0 繪制，組間差異采用log-rank test。

3 結果

3.1 NLRP3 炎癥小體激活模型篩選甘草活性成分

本研究建立了體外NLRP3 炎癥小體激活模型，對甘草中10 種活性成分（甘草苷、甘草素、異甘草苷、甘草次酸、芹糖異甘草苷、甘草酸單銨、芒柄花苷、光甘草定、刺甘草查耳酮、甘草酸）抑制NLRP3 炎癥小體激活的效應進行了篩選，結果表明，刺甘草查耳酮可顯著抑制尼日利亞菌素誘導的細胞上清液中Caspase-1 p20 的蛋白表達（P＜0.001，圖1-A、B），對Caspase-1 p45 蛋白表達沒有顯著影響（圖1-C），同時顯著抑制IL-1β 分泌（P＜0.05，圖1-D），與課題組前期研究結果一致[17]，故認為刺甘草查耳酮作為甘草中抑制NLRP3 炎癥小體經典通路的標志性成分，擬將其選為后續聯合使用的小分子之一。

圖1 NLRP3 炎癥小體激活模型篩選甘草活性成分 (±s, n = 3)Fig. 1 Screening of active components of Glycyrrhizae Radix et Rhizoma by NLRP3 inflammasome activation model (±s,n = 3)

3.2 體外氧化應激模型篩選甘草活性成分

采用H2O2建立體外氧化應激模型，首先對H2O2的細胞毒性進行了檢測，結果顯示H2O2的半數抑制濃度（half inhibitory concentration，IC50）值為491.6 μmol/L（圖2-A），因此選用可誘導氧化應激產生且相對安全的濃度200 μmol/L 作為刺激濃度。如圖2-B 所示，甘草中10 個活性成分均可顯著抑制H2O2誘導的ROS 產生（P＜0.05、0.01、0.001），其中甘草酸抑制效果最佳。因此，本實驗將刺甘草查耳酮、甘草酸作為組分聯合的研究對象進行下一步的研究。

圖2 體外氧化應激模型篩選甘草活性成分 (±s, n = 3)Fig. 2 Screening of active components of Glycyrrhizae Radix et Rhizoma by in vitro oxidative stress model (±s, n = 3)

3.3 刺甘草查耳酮、甘草酸的細胞毒性及抗氧化應激作用

根據上述實驗結果，本研究篩選出了甘草10 個成分中抑制炎癥小體激活及抗氧化應激作用最強的2 個活性成分——刺甘草查耳酮、甘草酸，接下來對二者的細胞毒性進行考察，發現24 h 內二者均未出現明顯的細胞毒性（圖3-A、B），刺甘草查耳酮和甘草酸可顯著抑制H2O2刺激的細胞活性降低（P＜0.05、0.01，圖3-C）。研究表明，H2O2誘導細胞產生ROS 并進入氧化應激狀態，SOD 活性降低[26-28]。如圖3-D 所示，甘草酸顯著上調H2O2誘導的細胞中SOD 活性（P＜0.01、0.001），表明甘草酸具有恢復SOD 活性的效應。

圖3 刺甘草查耳酮、甘草酸的細胞毒性和抗氧化應激作用 (±s, n = 3)Fig. 3 Cytotoxicity and anti-oxidative stress effect of echinatin and glycyrrhizic acid (±s, n = 3)

3.4 刺甘草查耳酮、甘草酸對NLRP3 炎癥小體的影響

進而對不同濃度的刺甘草查耳酮、甘草酸抑制NLRP3 炎癥小體的效應進行研究，如圖4 所示，刺甘草查耳酮可劑量相關性地抑制尼日利亞菌素誘導的細胞上清液中Caspase-1 p20 蛋白表達以及炎癥因子IL-1β 的釋放（P＜0.01、0.001），但各劑量的甘草酸對細胞上清液中Caspase-1 p20 的蛋白表達以及IL-1β 的釋放均無明顯作用，且二者對細胞裂解液中Caspase-1 p45 的蛋白表達均無明顯影響。進一步地確定了刺甘草查耳酮、甘草酸抗炎、抗氧化應激的效果，下一步的實驗中將對比研究刺甘草查耳酮-甘草酸組分聯合在膿毒血癥疾病模型的作用效果。

圖4 刺甘草查耳酮、甘草酸對NLRP3 炎癥小體的影響 (±s, n = 3)Fig. 4 Effects of echinatin and glycyrrhizic acid on NLRP3 inflammasome (±s, n = 3)

3.5 刺甘草查耳酮-甘草酸提高LPS 誘導的膿毒血癥致死模型小鼠的生存率

研究表明，ip LPS 可誘導小鼠膿毒血癥，機體產生激烈的免疫反應以對抗外來致病原，產生過激的炎癥反應從而導致小鼠死亡[29]。如圖5 所示，與模型組比較，刺甘草查耳酮、甘草酸均可延長小鼠的存活時間（P＜0.05、0.001），降低72 h 內的死亡率；且刺甘草查耳酮-甘草酸聯合更有優勢，其治療膿毒性休克的效果強于單獨給予低、高劑量的甘草酸及低劑量的刺甘草查耳酮和陽性對照藥物MCC950。

圖5 刺甘草查耳酮、甘草酸對LPS 誘導的膿毒血癥致死模型小鼠生存曲線的影響Fig. 5 Effects of echinatin and glycyrrhizic acid on survival curve of mice in LPS-induced sepsis death model

3.6 刺甘草查耳酮-甘草酸協同作用于LPS 誘導的膿毒血癥模型

刺甘草查耳酮和甘草酸能夠明顯延長LPS誘導的膿毒血癥模型小鼠的生存時間。進一步評價LPS誘導小鼠進入免疫風暴狀態的情況下，體內免疫細胞和細胞因子的水平以及藥物干預的有效性。根據腹腔內滲出的巨噬細胞（F4/80+）和中性粒細胞（CD11b+、Ly6G+）在總細胞的占比越高，則小鼠免疫越亢進[18]。為了評價多種活性成分協同治療膿毒血癥的效果，使用甘草酸、刺甘草查耳酮、甘草酸-刺甘草查耳酮聯用以及甘草提取物對膿毒血癥模型小鼠進行干預。如圖6-A 所示，ip LPS 可增加巨噬細胞和中性粒細胞的產生和滲出，而藥物干預后巨噬細胞和中性粒細胞的滲出較模型組顯著減少（P＜0.01、0.001），并且聯合組與單藥組有顯著差異（P＜0.001）。如圖6-B、C 所示，刺甘草查耳酮和甘草酸可以顯著降低外周血和腹腔灌洗液中炎癥因子IL-1β 和TNF-α 水平（P＜0.01、0.001），聯合組的效果強于單獨給藥組（P＜0.05、0.001）。綜合以上結果，刺甘草查耳酮和甘草酸均可有效防治膿毒血癥，并且刺甘草查耳酮-甘草酸的聯合使用效果更佳。

圖6 刺甘草查耳酮和甘草酸對LPS 誘導的膿毒癥小鼠模型的影響 (±s, n = 8)Fig. 6 Effects of echinatin and glycyrrhizic acid on LPS-induced sepsis mice model (±s, n = 8)

4 討論

膿毒血癥的發生發展過程中常伴隨著機體多重異常損傷，其中以過度的炎癥反應以及較強的氧化應激反應為其主要的表現特征[30-32]。炎癥反應和氧化應激在機體損傷中常發揮著協同的作用，炎癥反應的發生常伴隨著氧化應激，氧化應激可導致中性粒細胞炎癥浸潤擴大機體炎癥反應的進程，隨著炎癥反應的不斷擴大會進一步地加重機體氧化應激水平[33]。同樣地，氧化應激在炎癥小體的激活中發揮著重要的作用，是上游調控多種炎癥小體激活的重要因素，如氧化應激誘導的ROS 的產生是NLRP3炎癥小體的主要因素[34]；氧化應激誘導的線粒體損傷也是激活黑素瘤缺乏因子2（absent in melanoma 2，AIM2）炎癥小體的主要因素[35]。NLRP3 炎癥小體是研究最多的炎癥小體，其激活后通過形成多蛋白復合物，成熟并釋放細胞因子，誘導細胞焦亡[36]。NLRP3 炎癥小體過度激活可誘發和放大炎癥反應，引起和加重一系列的細胞損傷、免疫失調進而損害機體各個系統[37-41]，這對于膿毒血癥的病程發展是十分重要的[42]。篩選發現靶向抗炎、抗氧化應激的藥物活性成分，對于精準防治膿毒血癥具有重要意義。

傳統中藥作為天然藥物的寶庫，多種中藥及其單體已被證明可通過調控炎癥小體及氧化應激等在許多疾病的治療中起到良好的療效，在相關疾病的新藥開發中極具潛力。甘草組分構成繁雜，目前已從中鑒定出了400 多種成分，其中三萜類及黃酮類化合物（如甘草酸、甘草素、光甘草定、刺甘草查耳酮等）是含量最高的2 大類成分[43]，多種成分已被證明具有治療膿毒血癥的作用[18-19,44-45]。本實驗建立了LPS 誘導的NLRP3 炎癥小體激活模型以及H2O2誘導的氧化應激模型，研究了甘草中10 種主要活性成分抗炎、抗氧化的作用效果，結果表明刺甘草查耳酮可顯著抑制NLRP3 炎癥小體激活，減少尼日利亞菌素誘導的細胞上清液中Caspase-1 p20蛋白表達，同時顯著降低炎癥因子IL-1β 和TNF-α的產生；此外，甘草中的多種成分均可抑制H2O2誘導的ROS 產生，其中甘草酸的抑制效果強于其他成分，表明刺甘草查耳酮、甘草酸可能是甘草中主要的抗炎、抗氧化的成分。進一步將刺甘草查耳酮-甘草酸聯合應用于膿毒血癥致死實驗以及膿毒血癥模型中，結果表明，刺甘草查耳酮-甘草酸可顯著減低LPS 的致死率，顯著降低膿毒血癥模型小鼠體內巨噬細胞F4/80+和中性粒細胞CD11b+、Ly6G+比例，降低外周血和腹腔灌洗液中炎癥因子IL-1β、TNF-α水平，且組分聯合組效應均強于單獨用藥組，證明刺甘草查耳酮-甘草酸在防治膿毒血癥的過程中發揮了多途徑協同增效作用，其機制主要可能與抑制炎癥小體激活及抗氧化相關。

多成分、多靶點、多效應是中藥理論精髓，中藥組分中的協同作用或是臨床作用效果的主要原因[46]。本研究基于中藥“組分-靶點-效應”，從免疫炎癥反應及氧化應激的途徑聯合評價了甘草中多種活性成分的作用效應，并將其中抑制炎癥小體效果有效成分（刺甘草查耳酮）與抗氧化效應強效成分（甘草酸）聯合應用于膿毒血癥模型中，證明了甘草活性成分協同治療膿毒血癥的聯合增效作用，為膿毒血癥聯合治療藥物的研發提供了實驗依據，為組分中藥的開發及中藥臨床精準聯合用藥提供了新的研究思路。

利益沖突所有作者均聲明不存在利益沖突