草菇栽培過程中培養料養分和微生物群落結構的動態特征

李輝平 駱昕 馬林 姜雅 王琳 楊華平 曲紹軒

摘要：為研究草菇生產過程中不同階段培養料中的養分和微生物群落結構組成的變化特征，以二次發酵結束后、發菌期和出菇期等3個不同栽培階段培養料為研究對象，測定培養料中有機質、全氮、全磷、全鉀、有效磷、速效鉀、水解性氮含量和pH值。同時，基于16S和18S rDNA序列研究同批次的培養料在3個不同栽培階段的細菌和真菌等生物群落的組成時空動態特征。在此基礎上，還對比了同批次和非同批次未正常結實培養料與正常結實培養料的生物群落差異特征，以揭示培養料養分含量和生物群落中優勢種群組成與草菇結實之間的關系。結果表明，二次發酵后的培養料中有機質、全氮、水解性氮、全鉀和速效鉀養分含量以及pH值在發菌期和出菇期均明顯上升，而全磷和有效磷含量在發菌期顯著上升后在出菇期下降。與正常結實的培養料相比，同批次未正常結實草菇培養料的全氮、水解性氮、全磷、全鉀和速效鉀養分含量均存在顯著性差異；生物群落α多樣性指數表明，培養料中真核生物群落的Chao1、Ace指數隨著草菇的定植、生長和子實體形成而下降，細菌群落的Chao1、Ace、香農指數呈現一直增加的趨勢；發酵料隨著草菇生長發育其生物群落在門水平上優勢菌群組成和相對豐度差異較大，厚壁菌門、放線菌門、子囊菌門、毛霉菌門是二次發酵后培養料的優勢菌群，草菇菌絲定植后變形菌門、擔子菌門和褐藻門的相對豐度提高；不能結實培養料與正常結實培養料的生物菌落結構存在顯著差異，其優勢菌群的相對豐度下降以及可能缺少出菇期特有的微生物菌群是造成出菇異常的重要因素。本研究結果對揭示草菇出菇異常的形成機制具有一定的參考價值。

關鍵詞：發酵料；出菇異常；群落結構；聚類分析；多樣性分析

中圖分類號：S646.1+30.4? 文獻標志碼：A

文章編號：1002-1302（2023）13-0149-09

草菇（Volvariella volvacea）是世界重要的可栽培草腐食用菌之一，以作物秸稈（如稻草、麥稈、玉米秸稈等）發酵后的腐殖質作為主要營養來源［1］。自然分布于熱帶、亞熱帶地區，是一種高溫型食用菌，其人工栽培最早起源于我國，因此又被稱為“中國蘑菇”，在我國和東南亞地區栽培廣泛，我國是全球最大的草菇生產國［2-3］。

草菇的栽培方式以培養料經一次發酵或二次發酵處理后的大棚栽培和室內栽培為主，栽培周期在20～23 d。發酵料中的有益微生物能促進培養料的大分子降解、轉化和利用生物熱能以及抑制病蟲和雜菌的滋生。在已報道的以稻草、廢棉或菌渣為主要培養料栽培草菇的研究中發現，發酵料中的微生物優勢種群在發酵不同時期會發生變化，同時微生物的群落結構和優勢種群因培養料組成的不同而存在顯著性差異［4］。目前已初步明確了草菇培養料發酵中的優勢微生物類群及變化情況，即以廢棉為主要培養料，在二次發酵中細菌是以變形菌門、擬桿菌門和厚壁菌門為優勢種群，真菌是以非培養散子囊菌目為優勢種群［5-6］；以工廠化杏鮑菇或鹿茸菇栽培后的菌渣為主要培養料栽培草菇時，一次發酵后是變形菌門和擬桿菌門為細菌優勢種群，二次發酵后以變形菌門、擬桿菌門和厚壁菌門為優勢種群［7］。然而，培養料發酵完成后栽培過程中生物群落組成結構與草菇生長發育之間相關分析的研究還未有報道，是否還有其他生物群落在草菇栽培中起關鍵作用尚不清楚。本研究運用高通量測序技術對草菇栽培過程中培養料內生物群落的動態變化特征進行解析，并比較分析其養分組成的動態變化過程，以期明確不同階段培養料養分和生物群落動態特征，為解析其與草菇生長結實互作關系奠定基礎。

1 材料與方法

1.1 試驗材料

本研究于2022年夏季在江蘇江南生物科技有限公司進行。草菇菌種為V06，由江蘇江南生物科技有限公司提供。草菇的培養料配方為鹿茸菇菌渣90%，稻草10%，石灰調 pH值到7.9～8.0，含水量為65%。

分別采集二次發酵后（CK）、草菇發菌期（F）、草菇出菇期（V）的培養料以及同批次不出菇（T）和不同批次不出菇（TJ）的培養料（不出菇的培養料發菌正常，無雜菌污染和病蟲害發生）。采用隨機取樣法，每個時期的樣品取5點混合，重復3次，每個重復分成2份樣品，一份用于培養料理化性質測定，一份用于高通量測序［7-8］。樣品于-80 ℃保存備用。

1.2 試驗方法

1.2.1 培養料DNA提取及高通量測序 利用土壤DNA提取試劑盒（Omega Bio-Tek，Norcross，GA，美國）提取培養料微生物DNA。分別利用細菌16S rRNA 基因的V4～V5 區域特異性引物［515F （5′-GTGCCAGCMGCCGCGGTAA-3′）和907R （5′-CCGTCAATTCMTTTRAGTTT-3′）］，真核 18S rRNA基因的 V4 區特異性引物［1380F （5′-CCCTGCCHTTTGTACACAC-3′）和1510R （5′-CCTTCYGCAGGTTCACCTAC-3′）］進行PCR擴增［9-10］。反應程序：95 ℃預變性5 min，30個循環（95 ℃變性30 s，55 ℃退火30 s，72 ℃延伸45 s）擴增，最后72 ℃延伸 5 min。PCR反應體系為30 μL，其中Phanta Max Master Mix（南京諾唯贊生物科技股份有限公司）為15 μL，F/R引物（10 μmol/L）各1 μL，模板DNA為20 ng。擴增子在 2% 的瓊脂糖凝膠中電泳分離，用AxyPrep DNA凝膠回收試劑盒（Axygen Biosciences，Union City，CA，美國）進行純化回收，產物送至南京瑞源生物技術有限公司經 Qubit3.0 （Life Invitrogen，美國）定量后構建測序文庫，在Illumina Novaseq 6000平臺進行高通量測序［7］。

1.2.2 培養料中養分含量和pH值測定 培養料中有機質含量采用重鉻酸鉀法測定；全氮含量的測定采用凱氏定氮法；水解性氮含量的測定采用堿解擴散法；全磷和有效磷含量的測定采用比色法；全鉀和速效鉀含量的測定采用火焰光度法；pH值的測定采用電位測定法［11］。

1.3 數據統計

1.3.1 序列分析 采用DADA2方法對得到的原始數據（raw data）進行拼接、去噪過濾［12］，得到有效數據（clean data）。然后基于有效數據進行ASVs（amplicon sequence variants）聚類和物種分類分析［13］。使用QIIME2軟件對ASVs進行豐度和Alpha多樣性計算等分析，獲得樣本內物種豐富度和均勻度信息、不同樣本或分組間的共有和特有ASVs信息（https：//github.com/QIIME2/q2-feature-classifier）［13］；為進一步挖掘分組樣本間的群落結構差異，選用T-test、MetaStat、LEfSe、Anosim和MRPP等統計分析方法對分組樣本的物種組成和群落結構進行差異顯著性檢驗［7］；PICRUST2軟件對生態樣本中的微生物群落進行功能預測分析（https：//github.com/picrust /picrust2/wiki）。

1.3.2 統計分析 采用Microsoft Excel 2016 軟件對數據進行處理和作圖；SPSS 21.0軟件采用最小顯著差異法（LSD）進行單因素方差分析（One-Way ANOVA）［7］。

2 結果與分析

2.1 培養料在草菇不同發育階段的養分組成和pH值

對4組草菇發育不同階段的培養料理化性質進行分析（表1），培養料pH值在8.14～8.96之間，均為堿性，無顯著性差異。水解性氮和速效鉀含量隨著草菇的生長發育不斷的提高，各階段呈極顯著差異；全氮和有機質含量在二次發酵后（CK）和發菌期（F）之間差異不顯著，但出菇期（V）與CK和F處理差異極顯著，全氮含量在V階段提高了10%左右，有機質含量提高了2.4%；全磷、有效磷含量和全鉀含量在F階段顯著提高，在V階段顯著下降，與F階段相比，全磷含量下降了12.3%，有效磷含量下降了21.3%，全鉀含量下降了2.9%。

與正常結實的培養料V相比，同批次不出菇的培養料T在全氮、水解性氮、全磷、全鉀、速效鉀和有機質含量等理化性質方面均有極顯著差異。相較于F階段，全氮和有機質含量表現出相似的上升趨勢，但有效磷和全鉀含量呈現出下降趨勢，水解性氮和速效鉀含量在T階段沒有顯著變化但在V階段顯著提高，全磷含量在T階段中繼續上升而非如V階段下降。

2.2 培養料在草菇不同發育階段的細菌多樣性指數與群落組成

經高通量測序分析，15個樣品共得到有效reads數832 802條，平均每個樣品55 520條，共檢測到25門、56綱、135目、200科和323屬。每個樣品隨機抽取28 980條reads數據進行抽平處理，所得的有效數據進行ASVs聚類和物種分類分析。通過培養料中細菌群落的多樣性分析指數，對草菇不同發育階段以及不能正常結實的培養料細菌群落物種的豐富度和均勻度進行了評估。由表2所示，培養料在F和V期的細菌豐富度指數（Chao1指數）和群落多樣性（Ace指數和香農指數）與二次發酵（CK）相比，呈現出增加的趨勢；T和TJ不出菇的培養料細菌群落的Chao1指數、Ace指數和香農指數低于V期的培養料，其細菌多樣性和物種豐富度下降。

培養料中的細菌群落種類在門水平上有8個門的細菌在15個樣品中共有（圖1-A）。CK中相對豐度大于1%的細菌菌群從高到低依次為厚壁菌門（Firmicutes）、放線菌門（Actinobacteriota）、芽單胞菌門（Gemmatimonadota）、黏球菌門（Myxococcota）和變形菌門（Proteobacteria），5個優勢菌門約占所有細菌總數的99%左右（圖1-B）；F階段的培養料厚壁菌門相對豐度由CK時的68.3%降低至51.2%，放線菌門相對豐度從17.7%提高到23.4%，擬桿菌門（Bacteroidota）由CK時的0.04%提高到2.6%，6個優勢菌門占到所有細菌總數的99%以上（圖1-B）；V階段的培養料中厚壁菌門的相對豐度繼續降低到18.9%，放線菌門的相對豐度開始下降到11.6%，而變形菌門和擬桿菌門的相對豐度達到最高（分別為41.3%、22.3%），6個優勢菌門約占到所有細菌總數的98.4%（圖1-B）。各優勢菌門在草菇不同發育階段的分布均有明顯差異，但變形菌門和擬桿菌門的相對豐度隨著草菇的生長發育呈上升趨勢說明二者在其中發揮著重要作用。排在前2位的優勢種群的代謝通路均為氨基酸代謝和碳水化合物代謝。

從屬水平（圖1-C），對獲得的323屬中前20個優勢屬進行多樣性分析。豐富度大于1%的優勢屬有19個，分布在草菇不同的發育階段。CK階段主要屬有厚壁菌門耐熱芽孢桿菌屬（Thermobacillus）、類芽孢桿菌屬（Paenibacillus）、庫特氏菌屬（Kurthia）、Limnochordaceae科未知屬、嗜熱共生菌屬（Symbiobacterium）和科恩氏菌屬（Cohnella）（耐熱），放線菌門熱孢菌屬（Thermobispora）、芽單胞菌門S0134_terrestrial_group以及黏球菌門流行桿菌屬（Vulgatibacter），約占所有優勢屬的62.8%；草菇在定植培養料后，在F階段和V階段新出現了放線菌門野野村氏菌屬（Nonomuraea）和異樣根瘤菌屬-新根瘤菌屬-副根瘤菌屬-根瘤菌屬（Allorhizobium-Neorhizobium-Pararhizobium-Rhizobiu）、變形菌門鞘脂菌屬（Sphingobium）和寡養單胞菌屬（Stenotrophomonas）以及擬桿菌門的噬幾丁質菌屬（Chitinophaga）5個優勢屬；同時，變形菌門的絲狀微球菌屬（Filomicrobium）和厚壁菌門的芽孢桿菌屬（Geobacillus）、放線菌門的鏈霉菌屬（Streptomyces）、擬桿菌門的鞘氨醇桿菌屬（Sphingobacterium）在草菇定植后相對豐度提高到1.3%～9.9%（圖1-C）；CK階段和F階段（相對豐度大于5%）的優勢屬以高溫的厚壁菌門為主，V階段的細菌多樣性最高，以變形菌門鞘脂菌屬和擬桿菌門的金黃桿菌屬（Chryseobacterium）為主；有4個門7個綱20個目27個科共51個屬的細菌僅在V階段出現，其相對豐度均低于1%，其中大于0.5%相對豐度的有拉氏噬冷菌屬（Algoriphagus）、黃桿菌屬（Flavobacterium）和印度副土地桿菌（Parapedobacter）。

2.3 培養料在草菇不同發育階段的真核生物多樣性指數與群落組成

利用18S rRNA基因序列高通量測序獲得了15個樣品的所有真核生物種類，反映了樣本間生物種類的差異。15個樣品共得到有效reads數1 121 536條，平均每個樣品74 769條，共檢測到24門、39綱、55目、70科和76屬。每個樣品隨機抽取35 705條reads數據進行抽平處理，所得的有效數據進行ASVs聚類和物種分類分析。由表3可知，培養料在F和V階段的真核生物Chao1指數和Ace指數與二次發酵（CK）相比呈現出下降的趨勢，而香濃指數和辛普森指數呈上升趨勢。同批次T不出菇的培養料群落的Chao1指數、Ace指數、辛普森指數低于正常出菇的培養料（V），其生物多樣性和物種豐富度下降；不同批次的TJ不出菇培養料的香農指數是最低。

15個樣品的真核生物群落種類在門水平上有11個門共有和5個門特有（圖2-A）。由圖2-B可知，CK中相對豐度大于1%的生物群落從高到低依次為真菌中的子囊菌門（Ascomycota）、毛霉菌門（Mucoromycota）和擔子菌門（Basidiomycota）以及原生動物中的絲足蟲門（Cercozo），其中子囊菌門為優勢群落，占所有生物總數的83.7%；F階段子囊菌門相對豐度降低到12.6%，毛霉菌門相對豐度也下降了4.7%，擔子菌門相對豐度從3.3%提高到37.1%， 褐藻門（Ochrophyta）由CK階段的0.4%上升到了26.2%；V階段的子囊菌門和毛霉菌門的相對豐度繼續下降，特別是毛霉菌門降低到0.8%，擔子菌門占所有生物總數的69.0%，褐藻門雖由F階段的26.2%降到17.6%，但其仍是在擔子菌門之后的優勢群落。此外，在V階段，原生生物雙并鞭蟲（Bicosoecida）的相對豐度從F階段的0.01%提高到2.2%。真菌優勢種群的代謝通路排在前2位的均為核苷酸代謝和遺傳基因信息處理的復制和修復。

在目水平上（圖2-C），對獲得的所有目中前20個優勢目進行多樣性分析。豐富度大于1%的優勢目有7個，分布在草菇不同的發育階段。CK階段主要有子囊菌門的酵母目（Saccharomycetales）、毛霉菌目（Mucorales）和散囊菌目（Eurotiales），以及擔子菌門的傘菌目（Agaricales），約占所有目的94.7%；F階段隨著草菇的定植，傘菌目的相對豐度很快提高到37.0%，子囊菌門的酵母目和糞殼菌目（Sordariales）以及原生動物門的分類地位未定的（Incertae_Sedis）相對豐度提高，毛霉菌目和散囊菌目的相對豐對降低；V階段傘菌目的相對豐度提高到69.0%，超過1%的豐富度的優勢目還有酵母目（6.2%）、糞殼菌目（1.3%）和Incertae_Sedis（7.4%），約占所有目的83.9%；草菇定植后，培養料的生物多樣性和豐富度都有所下降。

2.4 生物群落的多樣性對草菇結實的影響

為研究生物群落的結構及其多樣性對草菇結實的影響，分別比較分析T和TJ與V階段的細菌菌落（圖3）、真核生物（圖4）在門和屬水平上的豐富度和組成的差異。細菌菌落差異分析結果（圖3）表明， T與V階段有65個屬共有、 27個屬特有，TJ與V階段有51個屬共有、13個屬特有，T和TJ都有博斯氏菌屬（Bosea）和短桿菌屬（Brevibacterium）2個屬，二者相對豐度約占0.1%；T中變形菌門的博德特氏菌屬（Bordetella）的相對豐度較低，而放線菌門的野野村氏菌屬相對豐度顯著提高，與V階段呈現出相反趨勢（圖3-A、圖3-C）；TJ中放線菌門野野村氏菌屬和芽單胞菌門S0134_terrestrial_group的相對豐度低于V階段，而擬桿菌門的噬幾丁質菌屬的相對豐度高于V階段（圖3-B、圖3-D）；在所有的樣品中，V階段特有的4個門為纖維桿菌門（Fibrobacterota）的纖維桿菌屬（Fibrobacter）、蛭弧菌門（Bdellovibrionota）、藍藻菌門（Cyanobacteria）和脫硫桿菌門（Desulfobacterota），除纖維桿菌的相對豐度為0.18%外，后3個的相對豐度均低于0.01%。

真核生物群落差異分析結果表明，T與V階段有18個屬共有，無特有屬，TJ與V階段有20個屬共有、2個屬特有，T和TJ之間無特有的屬；從門水平看，T中原生動物中絲足蟲門的相對豐度顯著低于V階段；V階段的優勢群落褐藻門（26.2%）在TJ樣品中相對豐度僅為1.7%，而真菌群落中子囊菌門的毛殼菌屬（Chaetomium）和畢赤酵母菌屬（Pichia）相對豐度顯著高于V階段，子囊菌門嗜熱真菌屬（Thermomyces）相對豐度下降（圖4）。

3 討論

本研究發現，培養料經二次發酵腐食后隨著草菇生長發育其養分組成和生物群落在相對豐度和組成上表現出較大的時空變化。利用高通量測序，筆者在草菇培養料中共檢測到細菌25門、56綱、135目、200科、323屬，真核生物24門、39綱、55目、70科、76屬，物種多樣性差異反映了草菇栽培的微生態群落的功能和動態變化。二次發酵后的培養料是以高溫的厚壁菌門和放線菌門為細菌優勢種群，子囊菌門和毛霉菌門為真菌優勢種群，這一結果與已報道的有關食用菌菌渣為發酵料的微生物菌群研究較為一致［7］。草菇定植后，細菌多樣性不斷提高，有4個目7個綱共51個屬的細菌僅在草菇出菇階段出現，厚壁菌門、放線菌門、子囊菌門和毛霉菌門的相對豐度逐漸降低，而變形菌門、擬桿菌門、擔子菌門和褐藻門上升為優勢種群?？梢?，培養料生物群落的多樣性和物種豐富度受草菇生長發育的影響。

培養料的發酵腐熟過程是由多種微生物共同作用而實現的，在這個過程中培養料的營養成分得到充分降解以利于草腐菌的吸收，理化性質是微生物群落的重要推動因素［14］。此外，培養料的組成也影響草菇呈味物質的組成，以棉籽殼為基質栽培草菇，其粗蛋白及水解氨基酸含量及組成最高，以稻草為基質栽培草菇，其可溶性糖醇、有機酸含量最高［15］。在對雙孢蘑菇培養料的細菌菌群結構及其功能研究中發現，培養料中50%以上的纖維素和60%左右的半纖維素是通過微生物降解得到的，在二次發酵中纖維素降解的細菌優勢種群為假黃單胞菌屬（Pseudoxanthomona）、高溫單胞菌屬（Thermomonospor）和高溫雙歧桿菌屬（Thermobifida），這個過程會使木質纖維素降解為食用菌生長所需的單糖，影響培養料中氮含量、木質素含量和灰分含量，為食用菌生長提供營養，因此也成為影響產量的必然因素［16-19］。Kabel等研究發現，培養料種類不同，特別是木質纖維素組成和結構不同其相關降解所需的酶系存在較大差異，導致培養料中微生物群落的差異性以及食用菌利用的偏好性和選擇性，從而影響子實體發生的早晚、多少和質地，最終影響食用菌的產量和品質［20］。草菇培養料在發酵過程中，中溫型的細菌和真菌主要分布在發酵料的最外層，高溫固氮菌位于內層，放線菌、固氮菌、微嗜氮菌在外層和中層差異不大，其群落的組成和分布隨著發酵進程而不同。但培養料中微生物組成與草菇產量的相關性還未明確，有報道顯示固氮類微生物的多樣性可能與高產性狀相關［21］。本研究發現，以鹿茸菇菌渣為主要基質的發酵料二次發酵后的培養料中，嗜熱細菌優勢種群以耐熱芽孢桿菌屬、類芽孢桿菌屬和熱孢菌屬為主，其預測的功能是在氨基酸代謝和碳水化合物代謝途徑上；嗜熱真菌是以酵母目、毛霉菌目和散囊菌目為主，其預測的功能是在核苷酸代謝、復制和修復途徑上；隨著草菇的生長發育，培養料的生物優勢種群和種群結構發生顯著性變化，細菌種群新出現了放線菌門野野村氏菌屬和異樣根瘤菌屬-新根瘤菌屬-副根瘤菌屬-根瘤菌屬、變形菌門鞘脂菌屬和寡養單胞菌屬以及擬桿菌門的噬幾丁質菌屬等5個優勢屬，真核生物種群褐藻門真菌相對豐度從0.4%上升到26.2%。同時，培養料中的氮和鉀養分含量以及pH值在發菌期和出菇期均顯著上升，而磷在發菌期顯著上升在出菇期下降，這說明培養料生物群落結構影響基質的養分組成。從細菌和真菌群落優勢種群結構來看，二次發酵料中微生物在培養料的分解代謝和改善培養料理化性質中發揮重要作用，在草菇生長發育中，放線菌對草菇并無負面影響，而是進一步使木質素內部結構發生變化，形成腐殖質為草菇提供營養，并且可產生抗生素抑制致病菌，有改善草菇生長的培養料微生態環境的作用［22］。在不結實的培養料中，水解性氮、速效鉀的含量沒有顯著提高，同時全磷的含量繼續增加，表現出與出菇培養料相反的變化規律，進而使生物群落的豐富度和結構組成出現顯著差異，特別是不出菇的培養料中缺少正常出菇培養料特有的纖維桿菌門的纖維桿菌屬、蛭弧菌門、藍藻菌門和脫硫桿菌門等。

本研究進一步揭示了培養料出菇異常問題可能是培養料微生物群落結構失衡導致的，缺乏特異的菌落來分解成水解性氮、全磷、有效磷和速效鉀養分，而使草菇的出菇能力下降，這可能是導致出菇異常的潛在因素。研究草菇生長發育中的有益微生物組成和功能，將其提取出來作為生物菌劑或生物表面活性劑添加到培養料中可以顯著改變培養料的微生物群落結構，增加基質的養分吸收、改善培養料的微生態環境，對提高食用菌品質和產量具有重要意義［16，18］。

4 結論

本研究表明，草菇的生長發育影響培養料中生物的多樣性，表現為細菌多樣性呈增加趨勢而真菌多樣性呈下降趨勢。草菇正常出菇與出菇異常的培養料細菌群落在屬水平上差異較大，正常出菇培養料的優勢菌有野野村氏菌屬、異樣根瘤菌屬-新根瘤菌屬-副根瘤菌屬-根瘤菌屬、鞘脂菌屬、寡養單胞菌屬和噬幾丁質菌屬，而出菇異常的培養料細菌群落α多樣性下降。培養料中營養成分包括有機質、全氮、水解性氮、全鉀和速效鉀養分含量以及pH值隨著草菇的生長發育均上升，這與培養料中生物群落結構改變相關。是否因缺乏某種特異的菌落來分解成水解性氮、全磷、有效磷和速效鉀養分，而使草菇的出菇能力下降，其相關性需要進一步研究證實。

參考文獻：

［1］何煥清，肖自添，彭洋洋，等. 草菇栽培技術發展歷程與創新研究進展［J］. 廣東農業科學，2020，47（12）：53-61.

［2］Chiu S W，Law S C，Ching M L，et al. Themes for mushroom exploitation in the 21st century：sustainability，waste management，and conservation［J］. The Journal of General and Applied Microbiology，2000，46（6）：269-282.

［3］李正鵬，余昌霞，李巧珍，等. 草菇工廠化栽培原材料研究進展［J］. 農業工程技術，2017，37（19）：67-70.

［4］趙 妍，劉順杰，張亞茹，等. 微生物多樣性分析技術應用于食用菌發酵培養料分析的進展［J］. 食用菌學報，2019，26（3）：148-156.

［5］陳長卿，李 桐，姜 云，等. 草菇培養料二次發酵過程中真菌的群落結構［J］. 微生物學報，2014，54（12）：1507-1514.

［6］陳長卿，姜 云，孟 麗，等. 變性梯度凝膠電泳分析草菇培養料二次發酵過程中細菌群落演替［J］. 微生物學報，2012，52（8）：977-984.

［7］蔣 寧，李輝平，林金盛，等. 草菇培養料發酵過程中細菌菌群的變化研究［J］. 湖北民族大學學報（自然科學版），2021，39（3）：261-265.

［8］Chen B Z，Gui F，Xie B G，et al. Composition and expression of genes encoding carbohydrate-active enzymes in the straw-degrading mushroom Volvariella volvacea［J］. PLoS One，2013，8（3）：e58780.

［9］Caporaso J G，Lauber C L，Walters W A，et al. Global patterns of 16S rRNA diversity at a depth of millions of sequences per sample［J］. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America，2011，108（S1）：4516-4522.

［10］Youssef N，Sheik C S，Krumholz L R，et al. Comparison of species richness estimates obtained using nearly complete fragments and simulated pyrosequencing-generated fragments in 16S rRNA gene-based environmental surveys［J］. Applied and Environmental Microbiology，2009，75（16）：5227-5236.

［11］鮑士旦. 土壤農化分析［M］. 3版.北京：中國農業出版社，2000.

［12］Schmieder R，Edwards R. Quality control and preprocessing of metagenomic datasets［J］. Bioinformatics，2011，27（6）：863-864.

［13］Edgar R C. UPARSE：highly accurate OTU sequences from microbial amplicon reads［J］. Nature Methods，2013，10（10）：996-998.

［14］王 杰，何銘烽，李碧瑤，等. 基質成分對草菇生物學特性及其營養利用動態的影響［J］. 廣東農業科學，2015，42（2）：32-36，48.

［15］余昌霞，陳明杰，李傳華，等. 不同培養基質對草菇營養成分及呈味物質的影響［J］. 菌物學報，2018，37（12）：1731-1740.

［16］雋加香，肖婷婷，王 倩，等. 雙孢蘑菇發酵培養料細菌菌群結構及其功能預測［J］. 食用菌學報，2019，26（4）：50-56，159-160.

［17］Jurak E，Punt A M，Arts W，et al. Fate of carbohydrates and lignin during composting and Mycelium growth of Agaricus bisporus on wheat straw based compost［J］. PLoS One，2015，10（10）：e0138909.

［18］李云福，李正風，董高峰，等. 雙孢蘑菇培養料發酵過程中細菌群落動態變化［J］. 菌物研究，2019，17（2）：94-102.

［19］Li Y F，Li Z F，Dong G F，et al. Dynamics of bacterial communities of Agaricus bisporus compost［J］. Mycosystema，2019，17（2）：94-102.

［20］Kabel M A，Jurak E，Mkel M R，et al. Occurrence and function of enzymes for lignocellulose degradation in commercial Agaricus bisporus cultivation［J］. Applied Microbiology and Biotechnology，2017，101（11）：4363-4369.

［21］肖 熙.? 草菇主要產量性狀研究及與微生物的關系初探［D］. 福州：福建農林大學，2013：46-47.

［22］Xiang Q J，Luo L H，Liang Y H，et al. The diversity，growth promoting abilities and anti-microbial activities of bacteria isolated from the fruiting body of Agaricus bisporus［J］. Polish Journal of Microbiology，2017，66（2）：201-207.