植物環狀RNA（circRNA）的形成及作用機制研究進展

收稿日期：2024-02-29

基金項目：國家自然科學基金青年科學基金項目（31901503）；江蘇省農業科技自主創新基金項目[CX（23）1001-1]；江蘇省農業生物學重點實驗室重大自主科研項目（JKLA2021-ZD02）；國家農業現代產業技術體系建設專項（CARS-12）；科技創新重大項目子課題（2023ZD0404203）

作者簡介：王 婷（1998-），女，江蘇泰興人，碩士研究生，主要從事油菜分子遺傳及比較基因組學研究。（E-mail）1433934826@qq.com。郭月為共同第一作者。

通訊作者：胡茂龍，（E-mail）huml@jaas.ac.cn

摘要： 環狀RNA（Circular RNA， circRNA）是一類特殊的非編碼RNA，其在生物體中廣泛存在，是目前RNA領域最新的研究熱點。本文通過詳細對比分析動植物circRNA，綜述植物circRNA的形成機制以及功能作用機理，為進一步深入研究植物circRNA提供基礎。

關鍵詞： 植物環狀RNA；形成機制；作用機理

中圖分類號： Q752"" 文獻標識碼： A"" 文章編號： 1000-4440（2024）10-1976-09

Research progress on mechanisms of formation and function of circular RNA （circRNA） in plants

WANG Ting^1，2， GUO Yue²， PENG Qi²， ZHANG Jiefu²， HU Maolong^{1，2，3}

（1.School of Life Sciences， Jiangsu University， Zhenjiang 212013， China;2.Institute of Industrial Crops， Jiangsu Academy of Agricultural Sciences/Nanjing Sub-center， National Center of Oil Crops Improvement/Key Laboratory of Cotton and Rapeseed lt;Nanjinggt;， Ministry of Agriculture and Rural Affairs/Provincial Key Laboratory of Agrobiology， Jiangsu Academy of Agricultural Sciences， Nanjing 210014， China;3.College of Agriculture， Fujian Agriculture and Forestry University， Fuzhou 350002， China）

Abstract： Circular RNA （circRNA） is a unique class of non-coding RNA， which exists widely in various organisms and has become the latest hot research topic in the field of RNA. This paper reviewed the formation mechanism and functional mechanism of plant circRNA based on the detailed comparative analysis of plant and animal circRNA， which could provide a basis for further in-depth research on plant circRNA.

Key words： plant circular RNA;formation mechanism;action mechanism

在植物細胞中，根據RNA是否具有編碼作用，可將其分為2類（圖1），一類為編碼蛋白質的信使RNA（mRNA），另一類為非編碼RNA（ncRNA）^[1]。非編碼RNA又可以進一步分為長鏈非編碼RNA（lncRNA）和短鏈非編碼RNA（sncRNA）^[2-3]，其中短鏈非編碼RNA包括核糖體RNA（rRNA）、轉運RNA（tRNA）、小RNA（miRNA）、小干擾RNA（siRNA）、小核RNA（snRNA）等。而環狀RNA（circRNA）則是一種特殊的lncRNA^[1，4]。

1976年，Sanger等^[5]在研究植物類病毒時首次發現了單鏈閉合RNA，隨后陸續有研究發現在酵母線粒體^[6]、動物病毒——丁型肝炎病毒^[7]、人類結腸癌缺失細胞轉錄本^[8]中都包含1個或多個環狀轉錄本。然而由于circRNA呈封閉環狀結構，表達量低以及當時檢測手段的局限性，circRNA在最初很長時間里被認為是錯誤剪接的副產物。直到2012年，Salzman等^[9]通過RNA-Seq方法首次在人體內鑒定出約80個circRNA，并確定形成circRNA的特殊剪接方式為反向剪接，從而證實circRNA普遍存在于基因表達過程中。隨著高通量測序技術的發展，結合成熟的生物信息學分析和分子鑒定手段，研究者們發現circRNA在動植物中廣泛存在并發揮重要作用，circRNA逐漸成為非編碼RNA領域的研究熱點。圖2A展示了以“circRNA”為關鍵詞在PubMed數據庫（https：//pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/）中獲得的自2012年至2024年近13年的相關文獻，圖2B則是以“plant circRNA”為關鍵詞在同一個數據庫中獲得的相關文獻，結果表明，有關circRNA的研究文獻發表數量逐年增加，在2022年達到頂峰，但與關于動物環狀RNA的大量研究相比，植物環狀RNA的研究仍處在起步階段。

circRNA全稱為circular RNA，廣泛存在于真核生物中，絕大部分在細胞質中富集。它通過前體信使RNA（Pre-mRNA）的反向剪接產生，然后5′端和3′端共價結合形成閉合結構，不具有如線性RNA般典型的5′端帽子和3′端poly（A）尾巴，因此能夠不受RNA外切酶的影響，結構穩定，半衰期長，不易降解^[10-11]。circRNA在動植物中的主要作用為調控編碼RNA的表達、與蛋白質結合形成二元或多元復合物協同調控靶基因的活性等^[12]。在植物生長發育的不同階段和逆境脅迫中均有發現circRNA，但相對于動物circRNA，植物circRNA形成機制僅停留在概念層面，缺乏系統性的闡述。因此，本綜述著重系統總結動植物circRNA的形成機制，并進行差異比較，探討3類成環機制并補充說明涉及轉座子、可變剪接以及側翼內含子高度甲基化等植物circRNA形成機制，為植物circRNA功能的深入研究提供基礎。

1 植物circRNA的形成機制

與傳統線性RNA（linear RNA， 含5′和3′末端）不同，circRNA主要由前體信使RNA通過反向剪接，以單個或多個外顯子成環，或夾雜內含子序列形成環狀結構^[13]（圖3）。經典的線性RNA剪接方式是通過識別內含子中的5′端剪接位點（GU）和3′端剪接位點（AG），將前后外顯子正向相連，除去內含子，形成成熟的線性RNA，包含有5′端帽子結構和3′端Poly（A）尾巴結構^[14]。而circRNA則是將外顯子的上游5′端和下游3′端反向剪接形成閉合環狀（圖3）^[15]。

動物circRNA形成機制早已明確，成環機制主要分為兩大類^[16]：內含子配對驅動環化機制以及套索驅動環化機制。內含子配對驅動環化機制（圖4A）是由于circRNA兩側內含子上具有互補序列，使得外顯子5′端剪接受體位點（SA）和3′端剪接供體位點（SD）直接配對，2個內含子結合，最終使外顯子環化；套索驅動環化機制（圖4B）則是通過外顯子跳躍在內含子上由SA和SD相互靠近連接形成1個含有外顯子的套索狀結構，隨后內含子被移除，形成1個circRNA。有時，從分支結構脫離的內含子套索也會產生circRNA。

兩種機制得以進行的基礎是在內含子上有大量Alu元件存在，Alu本身是一段相對保守的大約200 bp的反向互補重復序列，在內含子上大量存在，能夠促進基因轉錄剪切^[17]。除了兩大經典機制外，還可以通過RNA結合蛋白質（RBP）的二聚化或RBP與側翼內含子中的特定序列結合使得SA和SD接近，即RNA結合蛋白質驅動化（圖4A）。但是，一些RBP在circRNA的形成過程中有時也會起到消極作用。例如，ADAR（作用于RNA的特異性腺苷脫氨酶）和DHX9（RNA解旋酶）會通過破壞反向重復元件之間的堿基配對，進而抑制circRNA的形成（圖4A）^[15]。

與動物不同，大多數植物circRNA側翼內含子序列中的反向互補重復序列（Alu元件）很少，例如Ye等^[4]在擬南芥5 152個外顯子circRNA中僅發現1個circRNA的側翼內含子存在長度大于15 nt的反向互補序列；Lu等^[18]發現水稻中僅約0.85%的側翼內含子序列中含有大于18 nt的互補序列；葡萄中1 432種circRNA中，只有85種circRNA的側翼內含子序列中含有反向互補序列^[19]。這些結果表明，植物中只有少數circRNA的形成受到側翼互補序列的調控，動物中的內含子配對驅動環化機制以及套索驅動環化機制兩大經典環化機制也許并不是植物circRNA形成的主要機制。

近年來陸續有研究發現，植物circRNA的形成依靠多種不同的機制進行調節。Chen等^[20]在玉米中發現轉座子可能參與circRNA的形成并進一步調控表型變異；Wang等^[14]通過對11種植物測序研究發現，植物中circRNA的形成可能與可變剪接有關；Philips等^[12]在擬南芥中發現，circRNA在剪接相關突變體cbp80、c2h2和flk中顯著增加和積累，表明植物circRNA的形成受到剪接因子的影響；Zhang等^[21]在毛竹中發現circRNA的側翼內含子高度甲基化可能促進circRNA的形成。因此，就目前現有的研究結果來看，植物中circRNA的形成機制更加復雜多樣，具體的機制仍需進一步的深入研究與探索。

2 植物circRNA的作用機制

circRNA作為非編碼RNA家族的新成員，其作用機制在很大程度上仍然未知，目前認可度較高的主要有3種，分別為circRNA通過競爭性內源RNA機制（ceRNA）作為分子海綿結合mRNA進而調控其表達；具有潛在的蛋白質翻譯作用以及通過調控親本基因的轉錄參與生命活動^[22-23]。

2.1 miRNA分子海綿

miRNA是生物體內最短的具有生物學功能的非編碼RNA，能參與基因的調控。正常轉錄過程中，miRNA會與mRNA結合而抑制靶基因的表達。與線性RNA只能在3′端poly（A）尾巴處吸附miRNA不同，circRNA的環狀結構上富含miRNA結合位點，1個circRNA能吸附幾十甚至上百個miRNA，起到分子海綿作用，這導致本應結合在mRNA上的miRNA被circRNA奪走，解除miRNA對mRNA的抑制作用，最終提高了靶基因的表達水平，這一作用機制被稱為ceRNA機制（圖5），并且此機制是目前circRNA領域研究的一大熱點^[24]。

在人和動物正常的體內環境下，ceRNA機制處于一種平衡狀態。當平衡被打破時則會導致生命活動發生紊亂，出現各種非正常性狀，進而引起疾病發生^[25]。Hansen等^[26]在研究人和小鼠腦組織時，首次發現并確認一種高表達的circRNA分子，能充當一種小RNA（miR-7）的海綿，被稱為ciRS-7，它是由小腦變性相關蛋白質1（CDR1as）反義形成的circRNA分子，全長將近3 000 nt，約含有70個miR-7結合位點，能和Ago2蛋白形成復合物。Memczak等^[27]研究發現，ciRS-7上調或miR-7敲除會損害斑馬魚中腦的發育。目前關于動物circRNA的研究多集中于某一個circRNA能通過吸附某一個miRNA或多個miRNA對mRNA進行調控，從而影響到某個疾病的發展，如circHIPK3可吸附miR-558，通過其靶標mRNA進而抑制膀胱癌細胞肝素酶的表達，為治療膀胱癌提供新的治療靶點^[28]。

關于植物circRNA作為miRNA分子海綿的作用鮮有報道。因為產生circRNA的基因組區域中具有的miRNA結合位點不像在動物中，尚未形成明確的植物中的數據庫，導致目前鑒定到的植物circRNA都只是預測到潛在miRNA結合位點。例如水稻和擬南芥中分別有6.6%和5.0%的circRNA被預測為miRNA的潛在靶標^[4]，在番茄中發現102個circRNA可以作為24個miRNA的潛在靶標^[29]；在玉米中發現2 804個circRNA中有15個miRNA結合位點^[20]；在獲得circRNA及其親本基因的全長堿基序列之前，很難區分預測的miRNA結合位點是屬于線性轉錄本還是circRNA轉錄本。因此，在植物中circRNA作為miRNA靶標的推斷仍然是初步的，需要后續深入的試驗驗證。

2.2 潛在翻譯作用

正常情況下，經典的帽依賴型蛋白質翻譯機制需先識別信使RNA的5′端，由于circRNA缺乏5′帽子結構所以不能翻譯成蛋白質或肽。然而，近年來研究發現，部分circRNA可通過帽非依賴型蛋白質翻譯機制的識別序列[內部核糖體進入點（IRES）或m6A]修飾激活翻譯（圖6）。Legnini等^[30]對小鼠和人成肌細胞體外分化過程中circRNA進行分析發現，其中Circ-ZNF609包含1個開放讀碼閱讀框（ORF），具有起始密碼子和終止密碼子，能通過IRES翻譯成蛋白質；Yang等^[31]在人類細胞中發現多種序列可以作為IRES驅動circRNA翻譯，并且進一步證明circRNA含有廣泛的m6A修飾，通過帽非依賴型方式激活蛋白質翻譯。

植物中circRNA也可預測出上述2種方式的編碼潛力，并且絕大多數通過IRES進行蛋白質編碼。例如，大豆中有165個circRNA含有至少1個IRES元件和1個ORF，表明它們具有編碼多肽或蛋白質的潛力^[32]；玉米中預測到229個circRNA 具有編碼潛力，且在所有已鑒定的circRNA中，大多數circRNA的長度為150～450 bp，而大多數具有編碼潛力的circRNA的長度則大于750 bp，因此，較長的circRNA具有更高的編碼潛力^[10]。植物中關于circRNA通過m6A修飾進行蛋白質編碼的相關研究直至2020年才有報道，Wang等^[33]開發了1種利用納米孔DRS檢測circRNA中m6A修飾精確位置的新方法，鑒定出毛竹幼苗中約10%的外顯子circRNA含有m6A修飾，主要分布在受體和供體剪接位點附近，可能具有編碼蛋白質的潛能。

2.3 調控親本基因轉錄

研究結果表明，circRNA與其親本基因也有一定的相關性，在響應水稻磷脅迫的circRNA中，Ye等^[4]鑒定了27個差異表達的circRNA，其中6個和21個在磷缺失后分別出現了顯著的上調和下調，進一步研究這27個磷缺失應答circRNA的親本基因表達譜，發現其中11個親本基因也存在差異表達，并且在11個差異表達的親本基因中，有10個與其對應的circRNA具有共同的表達趨勢，這表明在磷缺失應激過程中circRNA及其親本基因存在協同調節；此外，Tong等^[34]研究發現，茶樹circRNA的表達量在葉芽和幼嫩葉片中均與親本基因表達量呈正相關，這些研究結果都表明circRNA和其親本基因表達量呈正相關。但是circRNA與其親本基因表達量呈正相關的具體調節機制尚未有明確報道，研究推測可能在一定條件下，circRNA能通過充當miRNA海綿進而正向調節親本基因的表達^[35]。

circRNA也會對親本基因的表達量進行一定程度的負調控。Wang等^[36]通過計算毛竹中circRNA與其線性RNA之間的相關系數發現，共有287種circRNA負調控其同源信使RNA表達，這表明circRNA可以降低其親本基因的信使RNA表達水平。原生質體轉化試驗結果表明，過表達由轉錄因子產生的circ-bHLH93會減少其線性轉錄物的表達；Tan等^[37]在番茄中過表達一種來自八氫番茄紅素合成酶1（PSY1）的circRNA，發現轉基因番茄果實中PSY1的信使RNA表達量、番茄紅素和β-胡蘿卜素的積累顯著降低，可能是由circRNA持續高表達從而抑制對應的線性RNA表達導致的。此外，circRNA還能通過與親本基因組序列堿基配對形成R環結構（R-loop）進行負調節親本基因的表達（圖7）。R-loop是指當某些基因轉錄形成的RNA分子難與模板鏈分離時形成的RNA-DNA雜交體，此時非模板鏈與RNA-DNA雜交體共同構成三股核酸結構^[38]。為研究與R-loop結構相關的circRNA對親本基因調控的影響，Liu等^[39]在毛果楊中開發了高效轉染原生質體的circ-IRX7富集R-loop結構，過表達circ-IRX7后，與空載體對照相比，過表達circ-IRX7增加了R-loop結構的水平，導致親本基因PtrIRX7-I1表達水平降低。同時，選擇沒有R-loop結構的circ-GUX1進行相同試驗，未觀察到circ-GUX1過表達時R-loop結構的水平明顯改變，此結果充分表明，circRNA通過與基因組位點形成R-loop結構來調節親本基因的表達，這種結構可能在植物中普遍存在。

3 展望

circRNA作為一類特殊的非編碼RNA分子，在動植物中廣泛存在，是RNA領域當前最新的研究熱點。然而，相較于動物，植物circRNA的研究仍處于起步階段，對其形成和作用機制的了解非常有限。植物circRNA的形成機制與動物中發現的內含子驅動環化、套索驅動環化以及RNA結合蛋白質驅動環化等機制不同，可能還有轉座子參與、可變剪接或側翼內含子高度甲基化等方式。此外，植物circRNA作用機制主要包括miRNA分子海綿、潛在蛋白質翻譯以及調控親本基因表達等。然而，要深入研究和揭示circRNA在植物中的具體功能，未來需要解決以下幾個問題：

（1） 研究植物circRNA的方法和技術需要進一步改進。高通量測序是目前研究circRNA最常用的方法，能夠全面分析其表達譜和剪接變異。然而，不同算法鑒定出的circRNA數量存在較大差異，具有較高的假陽性，而單細胞技術可以很好地解決這一問題。因為，傳統方法主要集中于組織或細胞群體的整體分析，但單細胞技術是基于單個細胞的基因組測序和分析，可以揭示不同細胞類型和亞群之間circRNA的差異和功能。此外，CRISPR-Cas9等基因編輯技術可被應用于定向編輯circRNA的生成和調控元件，以揭示其產生機制和調控網絡的更多細節。

（2） 植物circRNA的功能需要進一步挖掘。circRNA在動物多種疾病中發揮重要作用，而在植物中，其功能比較復雜多樣，尚未明確主次。植物circRNA可能參與植物營養生長調控、生殖生長調控及響應逆境脅迫等生物學功能。研究植物circRNA在不同物種和細胞類型中的表達模式及其與進化、個體差異之間的關系，將有助于深入理解其在生物過程中的作用。此外，植物特定器官發育和組織特異性中circRNA的作用差異，也可作為一個重點關注方向。

（3） 植物circRNA的網絡調控分子機制尚存在空白。盡管已發現一些circRNA在基因表達調控中的作用，但對其認知還很有限。需要進一步探索circRNA與其他RNA類別（如miRNA等）之間的相互作用關系、與下游靶基因或靶蛋白的相互作用，揭示其在調控基因表達和功能中的作用方式。相信未來通過整合多組學數據（如轉錄組學、蛋白質組學和表觀遺傳組學數據），建立更全面的circRNA調控網絡，預測并驗證其在復雜生物過程中的功能和調控機制，有望更好地利用植物circRNA為農業生產服務。

參考文獻：

[1] ARIEL F， ROMERO-BARRIOS N， JGU T， et al. Battles and hijacks：noncoding transcription in plants[J]. Trends in Plant Science，2015，20（6）：362-371.

[2] PONTING C P， OLIVER P L， REIK W. Evolution and functions of long noncoding RNAs[J]. Cell，2009，136（4）：629-641.

[3] AXTELL M J. Classification and comparison of small RNAs from plants[J]. Annual Review of Plant Biology，2013，64：137-159.

[4] YE C Y， CHEN L， LIU C， et al. Widespread noncoding circular RNAs in plants[J]. New Phytologist，2015，208（1）：88-95.

[5] SANGER H L， KLOTZ G， RIESNER D， et al. Viroids are single-stranded covalently closed circular RNA molecules existing as highly base-paired rod-like structures[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America，1976，73（11）：3852-3856.

[6] ARNBERG A C， VAN OMMEN G J， GRIVELL L A， et al. Some yeast mitochondrial RNAs are circular[J]. Cell，1980，19（2）：313-319.

[7] KOS A， DIJKEMA R， ARNBERG A C， et al. The hepatitis delta （delta） virus possesses a circular RNA[J]. Nature，1986，323（6088）：558-560.

[8] NIGRO J M， CHO K R， FEARON E R， et al. Scrambled exons[J]. Cell，1991，64（3）：607-613.

[9] SALZMAN J， GAWAD C， WANG P L， et al. Circular RNAs are the predominant transcript isoform from hundreds of human genes in diverse cell types[J]. PLoS One，2012，7（2）：e30733.

[10]HAN Y， LI X X， YAN Y， et al. Identification， characterization， and functional prediction of circular RNAs in maize[J]. Molecular and General Genetics，2020，295（2）：491-503.

[11]ZHAO W， CHU S S， JIAO Y Q. Present scenario of circular RNAs （circRNAs） in plants[J]. Frontiers in Plant Science，2019，10：379.

[12]PHILIPS A， NOWIS K， STELMASZCZUK M， et al. Arabidopsis thaliana cbp80， c2h2， and flk knockout mutants accumulate increased amounts of circular RNAs[J]. Cells， 2020， 9（9）：1937.

[13]LI H L. CircRNA：a promising all-around star in the future[J]. Epigenomics，2023，15（12）：677-685.

[14]WANG H Y， WANG H H， ZHANG H X， et al. The interplay between microRNA and alternative splicing of linear and circular RNAs in eleven plant species[J]. Bioinformatics，2019，35（17）：3119-3126.

[15]KRISTENSEN L S， ANDERSEN M S， STAGSTED L V W， et al. The biogenesis， biology and characterization of circular RNAs[J]. Nature Reviews Genetics，2019，20（11）：675-691.

[16]LIU J， LIU T， WANG X M， et al. Circles reshaping the RNA world：from waste to treasure[J]. Molecular Cancer，2017，16（1）：58.

[17]BORDOLOI K S， BARUAH P M， AGARWALA N. Identification of circular RNAs in tea plant during Helopeltis theivora infestation[J]. Plant Stress，2023，8：100150.

[18]LU T T， CUI L L， ZHOU Y， et al. Transcriptome-wide investigation of circular RNAs in rice[J]. RNA，2015，21（12）：2076-2087.

[19]GAO Z， LI J， LUO M， et al. Characterization and cloning of grape circular RNAs identified the cold resistance-related Vv-circATS1[J]. Plant Physiology，2019，180（2）：966-985.

[20]CHEN L， ZHANG P， FAN Y， et al. Circular RNAs mediated by transposons are associated with transcriptomic and phenotypic variation in maize[J]. New Phytologist，2018，217（3）：1292-1306.

[21]ZHANG Z Y， WANG H H， WANG Y S， et al. Whole-genome characterization of chronological age-associated changes in methylome and circular RNAs in moso bamboo （Phyllostachys edulis） from vegetative to floral growth[J]. The Plant Journal，2021，106（2）：435-453.

[22]WU Y， ZHA W J， QIU D F， et al. Comprehensive identification and characterization of lncRNAs and circRNAs reveal potential brown planthopper-responsive ceRNA networks in rice[J]. Frontiers in Plant Science，2023，14：1242089.

[23]ZHU C L， YUAN T T， YANG K B， et al. Identification and characterization of circRNA-associated ceRNA networks in moso bamboo under nitrogen stress[J]. BMC Plant Biology，2023，23（1）：142.

[24]HE X Y， GUO S R， WANG Y， et al. Systematic identification and analysis of heat-stress-responsive lncRNAs，circRNAs and miRNAs with associated co-expression and ceRNA networks in cucumber （Cucumis sativus L.）[J]. Physiologia Plantarum，2020，168（3）：736-754.

[25]XU X L， ZHANG J W， TIAN Y H， et al. circRNA inhibits DNA damage repair by interacting with host gene[J]. Molecular Cancer，2020，19（1）：128.

[26]HANSEN T B， JENSEN T I， CLAUSEN B H， et al. Natural RNA circles function as efficient microRNA sponges[J]. Nature，2013，495（7441）：384-388.

[27]MEMCZAK S， JENS M， ELEFSINIOTI A， et al. Circular RNAs are a large class of animal RNAs with regulatory potency[J]. Nature，2013，495（7441）：333-338.

[28]LI Y W， ZHENG F X， XIAO X Y， et al. circHIPK3 sponges miR-558 to suppress heparanase expression in bladder cancer cells[J]. EMBO Reports，2017，18（9）：1646-1659.

[29]ZUO J H， WANG Q， ZHU B Z， et al. Deciphering the roles of circRNAs on chilling injury in tomato[J]. Biochemical and Biophysical Research Communications，2016，479（2）：132-138.

[30]LEGNINI I， TIMOTEO G D， ROSSI F， et al. circ-ZNF609 is a circular RNA that can be translated and functions in myogenesis[J]. Molecular Cell，2017，66（1）：22-37.

[31]YANG Y， FAN X J， MAO M W， et al. Extensive translation of circular RNAs driven by N（6）-methyladenosine[J]. Cell Research，2017，27（5）：626-641.

[32]CHEN L F， DING X L， ZHANG H， et al. Comparative analysis of circular RNAs between soybean cytoplasmic male-sterile line NJCMS1A and its maintainer NJCMS1B by high-throughput sequencing[J]. BMC Genomics，2018，19（1）：663.

[33]WANG Y S， WANG H H， XI F H， et al. Profiling of circular RNA N（6）-methyladenosine in moso bamboo （Phyllostachys edulis） using nanopore-based direct RNA sequencing[J]. Journal of Integrative Plant Biology，2020，62（12）：1823-1838.

[34]TONG W， YU J， HOU Y， et al. Circular RNA architecture and differentiation during leaf bud to young leaf development in tea （Camellia sinensis）[J]. Planta，2018，248（6）：1417-1429.

[35]CHEN X， SUN S， LIU F J， et al. A transcriptomic profile of topping responsive non-coding RNAs in tobacco roots （Nicotiana tabacum）[J]. BMC Genomics，2019，20（1）：856.

[36]WANG Y S， GAO Y B， ZHANG H X， et al. Genome-wide profiling of circular RNAs in the rapidly growing shoots of moso bamboo （Phyllostachys edulis）[J]. Plant Cell Physiology，2019，60（6）：1354-1373.

[37]TAN J J， ZHOU Z J， NIU Y J， et al. Identification and functional characterization of tomato circRNAs derived from genes involved in fruit pigment accumulation[J]. Scientific Reports，2017，7（1）：8594.

[38]杜志鵬，楊彥勇，蔡建明. R環的形成及其在疾病中的作用研究進展[J]. 溫州醫科大學學報，2022，52（3）：245-252.

[39]LIU X Q， GAO Y B， LIAO J K， et al. Genome-wide profiling of circular RNAs， alternative splicing， and R-loops in stem-differentiating xylem of Populus trichocarpa[J]. Journal of Integrative Plant Biology，2021，63（7）：1294-1308.

（責任編輯：陳海霞）