摘要:以影響Belclare羊和Cambridge羊高產性能的生長分化因子9基因(GDF9)的FecGH突變片段作為候選基因,采用PCR-RFLP方法研究其在麻城黑山羊、宜昌白山羊、馬頭山羊、南江黃羊、波爾山羊5個品種中的多態性,結果未在5個山羊品種中檢測到GDF9的FecGH突變,說明所檢測的GDF9片段序列比較保守。
關鍵詞:山羊;生長分化因子9基因(GDF9);多態性;PCR-RFLP
中圖分類號:S858.27;Q503文獻標識碼:A文章編號:0439-8114(2011)18-3863-03
Polymorphism Analysis of Partial Fragment of GDF9 in Five Goat Breeds
SUO Xiao-jun,ZHANG Nian,XIONG Qi,LI Xiao-feng,YANG Qian-ping,LIU Yang,CHEN Ming-xin
(Institute of Animal Husbandry and Veterinary/Hubei Key Laboratory of Animal Embryo and Molecular Breeding, Hubei Academy of Agricultural Sciences, Wuhan 430209, China)
Abstract: Using mutation fraction FecGH of gene of growth differentiation factor 9(GDF9) which controlled the fecundity of Belclare and Cambridge ewes as candidates, the polymorphisms in Macheng goats, Matou goats, Nanjiang yellow goats, Yichang white goats and Boer goats were analyzed by PCR-RFLP. The results showed that no FecGH mutation of GDF9 as that in Belclare and Cambridge ewes was detected, indicating that the detected sequence of GDF9 was conservative.
Key words: goat; gene of growth differentiation factor 9(GDF9); polymorphism; PCR-RFLP
生長分化因子9(Growth differentiation factor 9,GDF9)屬于轉化生長因子-β(TGF-β)超家族成員,對早期卵泡的生長和分化起到重要的調節作用[1-3]。綿羊GDF9基因位于5號染色體上,由2個外顯子和1個內含子組成;第一外顯子長397 bp,編碼1~134位氨基酸,第二外顯子長968 bp,編碼135~456位氨基酸,內含子長1 126bp[4,5]。Hanrahan等[6]在Belclare羊和Cambridge羊GDF9基因編碼區分別發現了8個點突變,發現其中以GDF9基因編碼區第二外顯子1 184 bp處C→T的FecGH突變對卵巢發育具有重要調節作用,且在群體中自然突變率較高,FecGH突變又稱G8突變(G代表GDF9基因,H為高繁殖力的意思)。然而關于麻城黑山羊、宜昌白山羊、馬頭山羊、南江黃羊及波爾山羊品種是否存在GDF9基因的相應突變,目前尚未見報道。該研究以繁殖力不同的麻城黑山羊、馬頭山羊、南江黃羊、宜昌白山羊和波爾山羊為試驗材料[7],采用PCR-RFLP方法對在繁殖中起重要作用的GDF9基因進行多態性檢測,以比較GDF9基因在不同品種中的多態性,并對其GDF9基因片段進行測序比較分析,旨在尋找與產羔數相關的遺傳標記,為山羊高繁殖力的標記輔助選擇和分子育種提供理論依據。
1材料與方法
1.1試驗材料
采集具第1、2胎產羔數記錄的母山羊血樣,其中麻城黑山羊40只,血樣采自麻城市種羊場(湖北省麻城市);南江黃羊30只,血樣采自湖北省農業科學院畜牧獸醫研究所種羊場(湖北省武漢市);宜昌白山羊、波爾山羊各40只,血樣采自湖北省種羊場(湖北省宜都市);馬頭山羊60只,血樣采自湖北鄖西縣馬頭山羊種羊場(湖北省鄖西縣)。頸靜脈采血,每只采10mL,EDTA抗凝,-20℃凍存。采用酚氯仿抽提法提取基因組DNA,溶于1×TE液,4℃保存。
1.2主要試劑
限制性內切酶DdeⅠ、Taq DNA聚合酶、dNTPs、pGEM-T Easy載體及DNA片段回收純化試劑盒等均購自武漢生命技術有限公司。
1.3引物設計和PCR擴增
根據Hanrahan等[6]的方法在上游引物3′末端倒數第三個位置引入錯配堿基T(下劃線)則會產生一個限制性酶DdeⅠ酶切位點,擴增產物大小為139bp,引物由上海英駿生物技術有限公司合成,上游引物序列:5′-ATGGATGATGTTCTGCACCATGGT
GTGAACCTGA-3′;下游引物序列:5′-CTTTAGTCA
GCTGAAGTGGGACAAC-3′。PCR反應總體積為25.0 μL,各組分如下:10×Buffer 2.5 μL,dNTPs(10 mmol/L) 0.4 μL,上、下游引物量(20μmol)各0.3 μL,Taq DNA聚合酶(5 U/μL) 0.3μL, Mg2+(25 mmol/L)1.5 μL,模板DNA(100 ng/μL) 2.0 μL,ddH2O 17.7 μL;反應程序如下:94 ℃預變性5 min,94 ℃變性30 s、62 ℃退火30 s、72 ℃延伸30 s進行32個循環,72 ℃總延伸5 min,4 ℃保存。
1.4PCR-RFLP分析
PCR產物用限制性內切酶DdeⅠ酶切,酶切體系:反應總體積為20 μL,其中PCR產物8 μL,2 U/μL限制性內切酶DdeⅠ 2 μL,加ddH2O 10 μL,37 ℃酶切過夜,將酶切產物上樣于3%的瓊脂糖凝膠中電泳檢測,電泳結束后,對酶切電泳條帶進行PCR-RFLP分析。
1.5克隆測序
采用低熔點瓊脂糖凝膠回收PCR擴增目的片段,將其連接到pGEM-T EASY載體,并轉化大腸桿菌DH5α菌株,鋪板,37 ℃過夜培養后挑取白色單菌落,進行重組質粒快速鑒定,隨機選出2個含有目的片段的重組子由上海英駿生物技術有限公司進行DNA測序,序列用DNAMAN軟件進行分析。
2結果與分析
2.1PCR產物的檢測結果
PCR產物經3%的瓊脂糖凝膠電泳檢測,在139bp處出現明顯的DNA擴增帶,與預期的GDF9基因片段大小一致(圖1)。
2.2PCR-RFLP電泳結果與分析
用限制性內切酶DdeⅠ對PCR產物(139bp)進行酶切,用3%的瓊脂糖凝膠對酶切產物進行檢測。結果所有個體的PCR產物都被DdeⅠ完全切開,得到兩個酶切條帶(圖中只顯示108 bp,31 bp條帶由于太弱圖片上沒有顯示),不存在多態性,都為野生型純合子(圖2)。
2.3基因序列分析
克隆的GDF9基因為139bp,山羊GDF9基因序列與已報道的綿羊(GenBank登錄號:AF078545)、豬(GenBank登錄號:CU407038)、牛(GenBank登錄號:AY192018)、人(GenBank登錄號:NM_005260)GDF9基因的對應序列用DNAMAN軟件進行同源性比較,同源性分別為98%、94%、95%、93%,表明克隆片段為山羊GDF9基因序列。
山羊GDF9基因克隆片段與綿羊相應序列比較存在兩處多態位點:即山羊4 071位發生C→T的堿基突變,4 091位發生C→A的堿基突變(圖3)。
3討論
研究[8-10]表明,GDF9基因在人、嚙齒類動物以及反芻家畜卵母細胞中特異表達,對卵巢卵泡的發育起重要調節作用。GDF9基因可以促進原始卵泡向初級卵泡發育,GDF9基因的缺失使初級卵泡不能形成,從而導致雌性不育,另外GDF9還可以與其他激素/生長因子如GDF9B、FSH、FecXI協同作用。Hanrahan等[6]發現FecGH純合子Cambridge母羊和Belclare母羊都不育,而雜合子FecGH/FecG+母羊比野生型FecG+/FecG+母羊排卵數多,FecGH在Belclare母羊和Cambridge母羊中的排卵數效應估計值分別為(1.79±0.548)枚(P<0.01)和(2.35±0.386)枚(P<0.01),表明在Belclare母羊和Cambridge母羊中存在影響其排卵數的主效基因。因此,可以將GDF9基因作為山羊繁殖性狀的候選基因來研究。
目前對GDF9基因的研究多集中于綿羊,對山羊的研究甚少。該研究采用PCR-RFLP方法對5種山羊GDF9基因FecGH突變作檢測,結果未檢測到FecGH突變,發現山羊GDF9基因與綿羊有很高同源性,與牛、豬、人同源性次之,山羊GDF9基因片段較綿羊存在兩處多態位點,說明GDF9基因在不同物種間存在較大差異,而在綿羊和山羊間高度保守,因此GDF9基因FecGH突變是否具有種屬特異性,即只存在于綿羊而不存在于山羊中,仍需進一步擴大樣本進行驗證,鑒于該基因的重要作用,基于全基因序列和大樣本群體的相關性分析仍很有必要,應當檢測GDF9基因DNA全序列在5種山羊中的堿基突變情況,從整體上研究GDF9基因與5種山羊高繁殖力之間的關系,尋找控制山羊產羔性狀的主效基因,并最終為提高山羊的繁殖性能、提高產羔率提供理論依據。
參考文獻:
[1] ROMAGUERA R,MORAT?譫 R,JIM?魪NEZ-MACEDO A R,et al. Oocyte secreted factors improve embryo developmental competence of COCs from small follicles in prepubertal goats[J]. Theriogenology,2010,74(6):1050-1059.
[2] KOVANCI E,ROHOZINSKI J,SIMPSON J L,et al. Growth differentiating factor-9 mutations may be associated with premature ovarian failure[J].Fertil Steril,2007,87(1):143-146.
[3] POLLEY S,DE S,BRAHMA B,et al. Polymorphism of BMPR1B,BMP15 and GDF9 fecundity genes in prolific Garole sheep[J]. Trop Anim Health Prod,2010,42(5):985-993.
[4] NICOL L,BISHOP S C,PONG-WONG R,et al. Homozygosity for a single base-pair mutation in the oocyte-specific GDF9 gene results in sterility in Thoka sheep[J]. Reproduction,2009,138(6):921-933.
[5] SADIGHI M,BODENSTEINER K J,BEATTIE A E,et al. Genetic mapppoing of ovine growth differentiation factor 9(GDF9) to sheep chromosome 5[J]. Anim Genet,2002,33(3):244-245.
[6] HANRAHAN J P,GREGAN S M,MULSANT P,et al. Mutation in the genes for oocyte-derived growth factor and BMP15 are associated with both increased ovulation rate and sterility in Cambridge and Belclare sheep(0vis aries)[J]. Biol Reprod,2004,70(4):900-909.
[7] 丁山河,陳紅頌. 湖北省家畜家禽品種志[M]. 湖北:湖北科學技術出版社,2004.
[8] VITT U A,MCGEE E A,HAYASHI M,et al. In vivo treatment with GDF9 stimulates primordial and primary follicle progression and theca cell marker CYP17 in ovaries of immature rats[J]. Endocrinology,2000,141(10):3814-3820.
[9] HREINSSON J G,SCOTT J E,RASMUSSEN C,et al. Growth differentiation factor 9 promotes the growth development and survival of human ovarian follicles in organ culture[J]. J Clin Endocrinol Metab,2002,87(1):312-316.
[10] VITT U,MAZERBOURG S,KLEIN C,et al. Bone morphogenetic protein receptor type is a receptor for growth differentiation factor 9[J]. Biol Reprod,2002,67(2):473-480.