葉酸-殼聚糖修飾姜黃素納米脂質體的制備及其性質

朱雨晴，劉 偉，陳 興，成 策，鄒立強*

（南昌大學食品學院，食品科學與技術國家重點實驗室，江西 南昌 330047）

姜黃素是一種從姜黃根莖中提取的多酚化合物，在食品和化學工業中，常作為著色劑、香料和防腐劑，過去數千年，南非人也將姜黃素當做藥物使用[1-2]。姜黃素具有諸多生理活性，如抗肥胖、抗氧化、抗炎癥、抗病毒和抗癌癥等[3-5]；姜黃素還可以調控蛋白質的聚集程度從而降低蛋白質聚集物的毒性[2]；有研究報道姜黃素可以影響脂質代謝，從而減輕高血脂和動脈粥樣硬化的風險[6]，因此姜黃素近年來已成為研究熱點。然而，姜黃素的水溶性和熱穩定性較差，對光和pH值敏感，在生理環境下不穩定，生物可利用率低，限制了其在食品和制藥工業中的應用[7]。隨著包埋技術的發展，水凝膠、膠束、復合物納米粒子、乳液和脂質體等被用來包埋姜黃素[8]，旨在提高其生物利用率和擴大其應用范圍。

脂質體是一種自組裝的球形囊泡，包含磷脂雙分子層和疏水性空腔，具有無毒、生物可降解以及無過敏性等特點，可以用于包埋和運載多種藥物、營養素、功能性因子，從而提高這些生物活性物質的穩定性和生物可利用率[9-12]。然而，脂質體也存在較多缺陷[13-14]。首先，在加工和貯藏過程中容易發生聚集，導致藥物泄漏；其次，磷脂穩定性較差，使得脂質體在體內的生物半衰期較短；再者，脂質體表面缺乏與細胞表面受體蛋白結合的官能團，靶向性差。為彌補傳統脂質體的這些缺陷，修飾劑可通過形成生物黏附和聚合層對脂質體表面進行修飾，改善脂質體的性質[15]、殼聚糖[16-17]、聚合物電解質[18]、蛋白質[19]、聚乙二醇[20]等都是常見的修飾劑。

殼聚糖是迄今自然界中發現的唯一帶正電的多糖，化學名為（1→4）-2-氨基-2脫氧-β-D-葡聚糖。由葡萄糖胺共聚物和N-乙酰葡萄糖胺通過β-（1-4）糖苷鍵組成，大多存在于微生物中，殼聚糖具有良好的生物相容性、生物可降解性和黏附性[11,21]。有研究表明，殼聚糖包裹可以提高脂質體的穩定性和適用性[16,22-23]。葉酸，即蝶酰谷氨酸，是人體必需的B族維生素，且葉酸受體在多種腫瘤細胞中過量表達，葉酸修飾可賦予細胞一定的靶向性。在N-羥基琥珀酰亞胺和1-（3-二甲氨基丙基）-3-乙基碳乙二胺鹽酸鹽的催化作用下，殼聚糖分子的氨基可以和葉酸發生酰化反應產生葉酸-殼聚糖復合物（folic acidchitosan，FA-CS），其反應原理如圖1所示[24]。殼聚糖分子帶大量正電荷，FA-CS可通過靜電相互作用吸附在帶負電的納米脂質體表面形成一種新的運載體系，即葉酸-殼聚糖修飾納米脂質體（folic acid-chitosan-nanoliposomes，FA-CS-NLs）。

本實驗室前期已經采用薄膜分散法結合動態高壓微射流法成功制備姜黃素納米脂質體（nanoliposomescurcumin，NLs-Cur），并發現脂質體具有較好緩釋性、pH值和金屬離子穩定性，但是存在細胞攝取量低的問題[25]。為進一步提高細胞攝取量，本實驗以葉酸和殼聚糖為原料合成FA-CS，用于脂質體的修飾，得到FA-CS-NLs運載體系，用于運載姜黃素，并對其貯存穩定性、緩釋性能、細胞毒性及細胞攝取量進行考察。

圖1 FA-CS合成原理圖Fig. 1 Synthetic route of FA-CS complex

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

殼聚糖（mw50 000 Da，脫乙酰度90%） 美國Sigma-Aldrich公司；葉酸（D1525009）、1-（3-二甲氨基丙基）-3-乙基碳乙二胺鹽酸鹽（D1525009）、N-羥基琥珀酰亞胺（C1427075）、姜黃素（純度98%） 阿拉丁試劑上海有限公司；大豆磷脂（phospholipid S75） 德國Lipoid GmbH公司；胎牛血清 美國Gibco公司；DMEM高糖培養基 北京索萊寶科技公司；其他試劑均為分析純。

1.2 儀器與設備

M-110動態高壓微射流 美國Microfluidic公司；T6新世紀紫外-可見分光光度計 北京普析通用儀器有限責任公司；Nicomp 380ZLS激光納米粒度儀 美國Santa Barbara公司；5500原子力顯微鏡 美國安捷倫科技有限公司；3110 CO2恒溫培養箱 美國Thermo Fisher科技公司；IX51-A12PH倒置熒光顯微鏡 日本Olympus公司；EPOCHh2酶標儀 美國BioTek公司。

1.3 方法

1.3.1 FA-CS的合成及葉酸偶聯率的測定

FA-CS的合成：參考Yang Kuikun等[24]的方法，以1-（3-二甲氨基丙基）-3-乙基碳乙二胺鹽酸鹽與N-羥基琥珀酰亞胺為催化劑，反應物中葉酸與殼聚糖的最終物質的量（mol）比分別為0.02、0.06和0.12。反應結束后將產物pH值調至9.0，并轉移至截留分子質量為10 kDa的透析袋中透析4 d，每4 h換一次水。透析結束后，將混合物凍干，得到黃色海綿狀葉酸殼聚糖復合物。FA-CS的制備過程均在避光的環境下進行。

葉酸偶聯率的測定：將適量的FA-CS凍干物溶解于醋酸-醋酸鈉緩沖液中，用醋酸-醋酸鈉緩沖液稀釋到適當倍數后，采用紫外分光光度計于363 nm波長處測定其吸光度，并根據標準曲線（y=0.015x＋0.001 5，R2=0.999 8）計算葉酸含量，標準曲線線性范圍為5～30 μg/mL。根據公式（1）計算葉酸偶聯率：

1.3.2 NLs-Cur、葉酸-殼聚糖修飾姜黃素納米脂質體（folic acid-chitosan-nanoliposomes-curcumin，FA-CSNLs-Cur）的制備

NLs-Cur的制備：在實驗室之前的研究方法[25]上稍作修改，采用薄膜分散法結合動態高壓微射流法制備姜黃素脂質體。將姜黃素、大豆磷脂、膽固醇和吐溫-80以1∶28∶4.4∶8的質量比溶于無水乙醇后，轉移至圓底燒瓶中，在45 ℃水浴中進行真空旋轉蒸發以除去乙醇，將pH 6.5的磷酸緩沖鹽溶液（phosphate buffer saline，PBS）緩慢倒入圓底燒瓶中，45 ℃洗膜后得姜黃素粗脂質體。粗脂質體用微射流在120 MPa的壓力下處理2 個循環，制備出NLs-Cur。

FA-CS-NLs-Cur的制備：將FA-CS溶于1%的醋酸溶液中，調pH值至5.5，制得5g/L的FA-CS溶液。將NLs-Cur逐滴加入到葉酸殼聚糖溶液中，于100 r/min持續攪拌反應2 h，即得FA-CS-NLs-Cur，FA-CS與磷脂的質量比為1∶16.8。

1.3.3 原子力顯微鏡觀察FA-CS-NLs-Cur的微觀形貌

原子力顯微鏡的分辨率可達0.1 nm，與其他電子顯微鏡相比，制樣快速簡單，可以使得被測樣品保持原來的狀態。參考實驗室之前的研究方法[26]，將脂質體稀釋適當倍數后，先將云母片平穩地固定在培養皿內，移取1滴脂質體滴于干凈的云母片中央，待液滴自然攤開風干后，將其轉移至原子力顯微鏡下采用輕敲模式進行觀察。

1.3.4 FA-CS-NLs-Cur的貯存穩定性

將NLs-Cur和FA-CS-NLs-Cur貯存在25 ℃恒溫箱中，每隔7 d分別測定粒徑、電位、分散系數和姜黃素總量的變化，連續觀測28 d。所有的樣品均用超純水稀釋10 倍后，參考實驗室之前的研究方法[26]，采用激光納米粒度儀分別測定25 ℃樣品的粒徑、電位、分散系數，光檢測角度為90°。貯存過程中姜黃素總量用紫外分光光度法測定，取樣品100 μL用無水乙醇稀釋100 倍，于421 nm波長處測吸光度，根據姜黃素標準曲線計算姜黃素的量。姜黃素標準曲線方程為y=0.130 4x＋0.002，R2=0.999 5，線性范圍為0.25～10 μg/mL。

1.3.5 FA-CS-NLs-Cur的體外釋放

參考實驗室之前的研究方法[25]對FA-CS-NLs-Cur的釋放性能進行評估。分別取4 mL NLs-Cur和FA-CS-NLs-Cur于截留分子質量為10～12 kDa的透析袋中，分別至于100 mL含0.5%吐溫、20%乙醇的PBS（pH 5.5/pH 7.4）混合液中，37 ℃透析24 h。分別于1、2、4、6、8、10、12、24 h取透析液于421 nm波長處測定吸光度，計算姜黃素的含量。

1.3.6 FA-CS-NLs-Cur的細胞毒性與細胞攝取

細胞毒性的測定：采用3-（4,5-二甲基噻唑-2）-2,5-二苯基四氮唑溴鹽（3-(4,5)-dimethylthiahiazo (-z-y1)-3,5-di-phenytetrazoliumromide，MTT）比色法評估各組藥物對結腸癌細胞的毒性[25]。取對數期的細胞，經胰蛋白消化酶消化后，通過血球計數板計數并用新鮮培養基稀釋至2×104cells/mL，以每孔100 μL的接種量將細胞液接種于96 孔板上。接種完成后將細胞置于37 ℃、5% CO2的培養箱中孵育培養24 h，吸去培養液，實驗組分別加入不同濃度的空白脂質體（空白 NLs和空白 FA-CS-NLs）和姜黃素脂質體（NLs-Cur和FA-CS-NLs-Cur），空白對照組不加藥。繼續培養24 h，取出培養板，吸去培養液，并用PBS清洗2 次，每孔加入50 μg MTT。繼續于培養箱中孵育4 h，終止培養，吸去MTT，每孔加入二甲基亞砜150 μL，于搖床上振蕩10 min，使藍紫色甲瓚結晶充分溶解。用酶標儀于490 nm波長處測得各孔的吸光度。根據公式（2）計算細胞存活率：

式中：AT和A0分別為實驗組吸光度和空白組吸光度。

細胞攝取的測定[25]：取對數期生長的結腸癌細胞，按每孔1×105cells/mL的濃度接種于12 孔板中，于37 ℃、5% CO2的培養箱中孵育培養24 h。分別加入20 μg/mL的NLs-Cur和FA-CS-NLs-Cur，于培養箱中繼續孵育6 h，取出12 孔板，吸去培養液，用PBS洗滌2 次，利用姜黃素自發熒光的特性，于熒光倒置顯微鏡下觀察熒光強度并拍照，考察細胞攝取情況。

1.4 數據分析

每組實驗至少3 組平行，實驗結果用 ±s表示，應用SPSS 1.7軟件對數據進行分析，采用t檢驗，P＜0.05，差異有統計學意義。

2 結果與分析

2.1 葉酸偶聯率、葉酸與殼聚糖的確定

分別采用物質的量比為0.02、0.06和0.12的FA與CS制備FA-CS，得到的復合物中葉酸偶聯率分別為3.4%、7.8%和8.3%，隨著FA與CS物質的量比的增加，葉酸偶聯率增加。但FA與CS物質的量比從0.06增加至0.12時，葉酸偶聯率的增加并不顯著。Yang等[27]的研究表明，隨著葉酸與氨基的物質的量比增加，葉酸與復合物中葉酸與氨基的物質的量比增加，但是復合物得率下降。此外，FA與CS物質的量比為0.12時，形成的復合物的復水性較差，而FA與CS物質的量比為0.06時，合成得到的FA-CS具有較好的復水性。如圖2a所示，凍干后的FA-CS呈淡黃色雪花狀，溶于pH 4.7的醋酸緩沖液中，可得到透明的淺黃色溶液（圖2b），這表明合成得到的FA-CS具有較好的復水性。因此，實驗選擇物質的量比為0.06的FA與CS制備FA-CS。

圖2 凍干后（a）與復溶后（b）的FA-CSFig. 2 Freeze-dried (a) and redissolved (b) FA-CS complex

2.2 FA-CS-NLs-Cur的粒徑與微觀形貌

本實驗前期實驗測得的姜黃素脂質體包封率為（57.1±1.1）%[25]。FA-CS-NLs-Cur的微觀形貌采用原子力顯微鏡觀察，如圖3所示。從圖3a、b可以看出，NLs-Cur粒徑小于100 nm，FA-CS-NLs-Cur粒徑大于100 nm，且粒徑分布均勻，與激光納米粒度儀測定的結果一致，NLs-Cur的平均粒徑為（67.4±2.3）nm，分散系數為0.406±0.016，FA-CS-NLs-Cur平均粒徑為（103.6±4.1）nm，分散系數為0.378±0.01（圖3c）。此外，NLs-Cur的表面電位為（－13.81±2.75）mV，而FA-CS-NLs-Cur的表面電位為（16.35±3.54）mV，這說明經FA-CS修飾在脂質體表面后，脂質體的粒徑增大，且表面負電荷轉變為正電荷。這是因為殼聚糖帶有大量的正電荷，殼聚糖分子中的陽離子氨基（）與脂質體中帶負電荷的磷酸根（）之間發生靜電相互作用[28]，使得脂質體表面電位發生改變。Liu等[18]采用殼聚糖和海藻酸鈉對脂質體進行層層自組裝修飾，經殼聚糖修飾后脂質體平均粒徑由（89.3±11.8）nm變為（160.3±28.3）nm，電位由（－6.34±0.62）mV變為（2.27±0.67）mV。與之相比，本實驗制備的FA-CS-NLs較修飾之前粒徑增幅較小，對脂質體性質的影響更小。

圖3 NLs-Cur（a）和FA-CS-NLs-Cur（b）的微觀形貌圖及其粒徑分布圖（c）Fig. 3 AFM micrographs of NLs-Cur (a) and FA-CS-NLs-Cur (b) and particle size distribution of NLs-Cur and FA-CS-NLs-Cur (c)

2.3 FA-CS-NLs-Cur貯存過程中理化性質的變化

表1 NLs-Cur與FA-CS-NLs-Cur貯存穩定性Table 1 Storage stabilities of native and modified curcumin nanoliposomes

脂質體在25 ℃的貯存穩定性采用粒徑、電位、姜黃素質量濃度等參數進行表征。如表1所示，NLs-Cur在25 ℃貯存28 d后，其粒徑、電位均無顯著性變化，但是姜黃素質量濃度由（0.523±0.04）mg/mL下降至（0.428±0.03）mg/mL。FA-CS-NLs-Cur在25 ℃貯存28 d后，其粒徑、電位均無顯著性差異，姜黃素質量濃度由（0.529±0.05）mg/mL下降至（0.499±0.03）mg/mL，這表明FA-CS-NLs-Cur較NLs-Cur在25 ℃姜黃素有更好的貯存穩定性。Liu等[28]發現姜黃素脂質體在25 ℃貯存40 d，姜黃素質量濃度顯著下降，殼聚糖修飾能顯著增加姜黃素脂質體在25 ℃的貯存穩定性。Zhou Wei等[29]制備的VC脂質體在4 ℃穩定性較好，在25 ℃貯存21 d，其粒徑、泄藥率和丙二醛值顯著增大，但經低酯或高脂果膠修飾后的脂質體在25 ℃的貯存穩定性明顯改善。這些結果表明，本實驗制備的FA-CS-NLs-Cur可以有效提高姜黃素在運載體系中的貯存穩定性。

2.4 FA-CS-NLs-Cur的緩釋性能

為模擬腫瘤細胞內部弱酸性環境和生物體內的弱堿性環境，本實驗考察24 h內NLs-Cur和FA-CS-NLs-Cur在37 ℃、pH 5.5及37 ℃、pH 7.4環境下藥物釋放情況，用紫外分光光度法測定釋放過程中姜黃素的含量，標準曲線回歸方程為：y = 0.130 4x－0.002，R2= 0.999 5。藥物釋放情況如圖4所示，在弱堿性環境下（pH 7.4），經24 h透析時，NLs-Cur和FA-CS-NLs-Cur姜黃素釋放率分別為22.4%和17.7%；在弱酸性環境下（pH 5.5），經24 h透析時，NLs-Cur和FA-CS-NLs-Cur姜黃素釋放率分別為25.4%和27.2%。這表明在pH 7.4環境下，FA-CS-NLs-Cur的緩釋性能優于NLs-Cur；在pH 5.5環境下，NLs-Cur和FA-CS-NLs-Cur的緩釋能力差異不大。

NLs-Cur和FA-CS-NLs-Cur在pH 7.4和pH 5.5環境下，10 h內姜黃素釋放速度較快，10 h后姜黃素緩慢釋放。這是由于吸附在脂質體表面和溶解在膠束里的姜黃素很容易釋放出來，而包裹在脂質體內部的姜黃素難以釋放，前10 h釋放的大多是吸附在脂質體表面和溶解在膠束里的姜黃素。

此外，FA-CS-NLs-Cur在pH 7.4環境下的緩釋性能顯著優于pH 5.5環境下的緩釋性能，這說明FA-CS-NLs-Cur在體循環pH值環境中能發揮較佳的緩釋作用，但當FACS-NLs-Cur到達腫瘤細胞內部pH值環境時，藥物釋放加快。這可能是由于在不同的pH值環境中，多聚物呈現出松弛或禁閉的狀態，影響其與磷脂膜的作用力，從而改變姜黃素的釋放速率。在酸性環境下，FA-CS通過質子化作用呈現溶解的松弛狀態，而在堿性環境下，FA-CS處于曲縮狀態。它們不同的狀態也影響到與脂質體膜的結合狀態，從而影響載藥體系的緩釋特性。Yuan Roufen等[30]制備了甘草次酸修飾的姜黃素支鏈淀粉納米粒子（Cur-GAP NPs），且Cur-GAP NPs在pH 7.4環境下的緩釋性能優于pH 5.8環境下的緩釋性能。Salem等[31]制備了葉酸修飾的β-環糊精磁性納米粒子，并用于運載姜黃素，發現姜黃素在pH 5.4的環境下的釋放速率較pH 7.4更快。這可能是由于弱酸性條件下，姜黃素中烯羧酸電離度下降，導致姜黃素疏水性增強，更傾向于被包埋在β-環糊精疏水性內腔中。

2.5 FA-CS-NLs-Cur的細胞毒性和細胞攝取

2.5.1 細胞毒性

圖5 不同磷脂和姜黃素質量濃度下空白NLs和空白FA-CS-NLs（A）以及NLs-Cur和FA-CS-NLs-Cur（B）的細胞毒性Fig. 5 Cytotoxicity of native and modified nanoliposomes without curcumin at different lipid concentrations (A) and containing curcumin (B) at different lipid concentrations

采用MTT比色法測定藥物的細胞毒性，其原理為：活細胞線粒體中琥珀酸脫氫酶可以還原MTT形成藍紫色甲瓚沉積在細胞中，而死細胞沒有此功能[32]。本實驗依次考察NLs-Cur、FA-CS-NLs-Cur及空白脂質體的細胞毒性。如圖5A所示，經空白NLs與空白FA-CS-NLs處理后，細胞的存活率在99%～106%之間，這表明磷脂質量濃度為0.56～2.24 mg/mL的空白NLs與空白FA-CS-NLs對結腸癌細胞均無細胞毒性。

NLs-Cur與FA-CS-NLs-Cur的細胞毒性測定結果如圖5B所示，當姜黃素質量濃度為20 μg/mL時，NLs-Cur及FA-CS-NLs-Cur的細胞存活率分別為84%、78%；當姜黃素質量濃度為80 μg/mL時，NLs-Cur處理的細胞存活率為38%，而FA-CS-NLs-Cur處理的細胞存活率僅為26%。隨著姜黃素質量濃度（20～80 μg/mL）的增加，細胞存活率顯著降低，且相同姜黃素質量濃度下，FA-CS-NLs-Cur的細胞存活率明顯低于NLs-Cur。這說明姜黃素質量濃度為20～80 μg/mL時，隨著姜黃素質量濃度的增加，FA-CS-NLs-Cur與NLs-Cur的細胞毒性均增大，且相同姜黃素質量濃度下前者的細胞毒性更大。

采用倒置顯微鏡對空白對照組（PBS）和實驗組（FA-CS-NLs-Cur與NLs-Cur）細胞的形態進行觀察，進一步驗證FA-CS-NLs-Cur與NLs-Cur對結腸癌細胞的細胞毒性作用。如圖6所示，空白對照的細胞長勢良好，細胞間界限清晰，形態良好，數量最多。對于實驗組，隨著藥物濃度的遞增，FA-CS-NLs-Cur與NLs-Cur組的細胞數量下降，而且細胞呈現畸形狀態，細胞皺縮、失去原有形態。在相同姜黃素質量濃度的情況下，FA-CSNLs-Cur組的細胞殘片碎片明顯多于NLs-Cur組，該結果與MTT實驗結果相吻合。Yuan Roufen等[30]的研究表明，隨姜黃素質量濃度的增加，游離姜黃素和甘草次酸修飾的姜黃素支鏈淀粉納米粒子（Cur-GAP NPs）對肝癌細胞的毒性均增加，且相同姜黃素質量濃度下，包埋的姜黃素毒性較游離姜黃素更高，這是由于肝細胞表面大量的甘草次酸受體和支鏈淀粉對肝臟的吸附作用引起的；Li Lielie等[33]制備的葉酸-聚二乙炔修飾的脂質體運載體和聚二乙炔修飾的脂質體運載體對細胞存活率幾乎沒有影響，運載多烯紫杉醇后，相同藥物濃度下，葉酸-聚二乙炔修飾的脂質體較聚二乙炔修飾的脂質體對乳腺癌細胞（Bcap-37 cells）毒性更大，然而對人乳腺細胞（Hs578Bst cells）毒性相當，這是由于癌細胞表面葉酸受體過度表達導致的。這些實驗說明，脂質體包埋活性物質后，細胞毒性均有一定程度的增加，這可能是活性物質與運載體系的相互作用引起的。

圖6 脂質體處理24 h后結腸癌細胞的形態Fig. 6 Morphology of Caco-2 cells treated with liposomes for 24 h

2.5.2 細胞攝取

采用倒置熒光顯微鏡觀察經FA-CS-NLs-Cur與NLs-Cur處理6 h后，結腸癌細胞對姜黃素的攝取情況。在姜黃素質量濃度為20 μg/mL時，經NLs-Cur與FA-CS-NLs-Cur處理后細胞存活率均大于80%，因此，采用該質量濃度進行細胞攝取實驗，利用姜黃素自發熒光的性質觀察姜黃素的攝取情況。如圖7所示，經6 h孵育后，FA-CSNLs-Cur處理后的細胞熒光強度顯著高于NLs-Cur處理的細胞，這表明結腸癌細胞對FA-CS-NLs-Cur的攝取量高于NLs-Cur，也導致相同姜黃素質量濃度下，FA-CS-NLs-Cur細胞毒性更大。由于結腸癌細胞表面葉酸受體過度表達[34]，在葉酸的介導作用下，脂質體更易于進入細胞，從而增加姜黃素的細胞攝取。Yang Kuikun等[24]采用FACS-NLs包埋熒光素，發現葉酸修飾后的熒光素脂質體細胞攝取量顯著高于普通脂質體包埋的熒光素，與本實驗結果一致。

圖7 NLs-Cur（a）、FA-CS-NLs-Cur（b）與結腸癌細胞作用6 h后的攝取熒光圖Fig. 7 Fluorescent images of Caco-2 cells treated with native and modified nanoliposomes containing curcumin for 6 h

3 結 論

本研究合成了FA-CS，并用于修飾脂質體，構建FACS-NLs運載體系，該體系運載的姜黃素較普通脂質體運載的姜黃素在25 ℃貯存穩定性更好。在pH 7.4環境下，FA-CS-NLs-Cur的緩釋性能優于NLs-Cur；在pH 5.5環境下，NLs-Cur和FA-CS-NLs-Cur的緩釋能力差異不大；此外，FA-CS-NLs-Cur在pH 5.5環境下姜黃素的釋放顯著快于pH 7.4環境下。在相同姜黃素質量濃度下，FA-CSNLs-Cur的細胞毒性大于NLs-Cur，且經葉酸修飾后細胞對姜黃素脂質體的攝取量有所提高。因此，作為一種無細胞毒性的運載體系，FA-CS-NLs有潛力開發為一種可通過改變pH值控制釋放的藥物載體。