膜分離與醇沉技術純化猴頭菇粗多糖的比較

蔡 銘，陳 思，駱少磊，楊 開，孫培龍*

（浙江工業大學海洋學院，浙江 杭州 310014）

猴頭菇（Hericium erinaceus），又稱猴頭菌、猴頭、猴菇、猴蘑，屬齒菌科，因其形狀類似于猴頭而得名，是我國珍貴的藥食兼用真菌，有“蘑菇之王”的美譽[1]。猴頭菇營養價值很高，具有多種生物活性，如抗潰瘍、抗炎癥、增強免疫力、抗腫瘤、降血糖、降血脂、抗氧化、抗衰老、抗輻射、抗突變、抑菌、保肝、提高機體耐缺氧能力、抗疲勞等作用[2-3]。

多糖是機體內天然大分子之一，是由多個相同或不同的單糖通過糖苷鍵聚合成的高分子碳水化合物，廣泛存在于高等植物、動物、真菌等體內[4]。多糖具有抗氧化、抗輻射、抗凝血、抗腫瘤、調節免疫力、抗疲勞、降血糖血脂等功能[2]。目前用于分離多糖的方法主要有醇沉法、離子交換樹脂法、凝膠柱層析法、膜分離法等[5]。其中醇沉法是最傳統的分離純化方法，但該法獲得的多糖得率較低、消耗有機試劑量大、分離所得多糖活性較低。膜分離法具有不損害分離物質生物活性、分離效率高、能耗低、設備簡單、可連續生產、無污染等優點[6-7]。

本實驗主要采用醇沉、膜分離、膜分離＋醇沉等技術對猴頭菇子實體多糖進行分離。同時，對所得猴頭菇粗多糖的分離純化效果、結構和主要成分進行對比分析。討論不同分離技術對猴頭菇多糖體外抗氧化活性的影響。以期對猴頭菇多糖的分離純化技術進行改進，并為多糖物質的有效利用提供理論依據。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

猴頭菇子實體粉末 北京福爾康生物技術研究所；濃硫酸、苯酚、考馬斯亮藍（G-250）、體積分數95%乙醇、葡萄糖（標準品）、過硫酸鉀、VC、水楊酸、三氟乙酸（均為分析純） 國藥集團化學試劑有限公司；1,1-二苯基-2-三硝基苯肼（1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl，DPPH）、2,2’-聯氮雙(3-乙基苯并噻唑啉-6-磺酸)二銨鹽（2,2’-azino-bis(3-ethylbenzothiazoline-6-sulfonic acid) diammonium salt，ABTS） 上海阿拉丁試劑有限公司；福林-酚試劑 美國Sigma公司。

1.2 儀器與設備

數顯恒溫水浴鍋 江蘇省金壇市醫療儀器廠；S-4700（II）場發射掃描電子顯微鏡、CR21GII高速冷凍離心機 日本日立公司；ALPHA2-4LD plus真空冷凍干燥機 德國Christ公司；AVATAR 370傅里葉變換紅外光譜儀 美國Nicolet公司；UV-2450紫外-可見分光光度計 日本島津公司；SHB-III-A循環水真空泵 杭州大衛科教儀器公司；三聯高壓平板膜設備 廈門福美科技有限公司。

本實驗使用錯流膜分離實驗裝置，如圖1所示。高壓隔膜泵2提供實驗所需要的操作壓力，將料液泵入膜組件5（可拆卸更換膜）中進行膜分離，通過調節閥門8控制系統的操作壓力，流量計3測定溶液流速，壓力表4、7分別測定系統的進口壓力和出口壓力，計算跨膜壓差，量筒6測定透過液的體積，最后被截留的液體返回儲液罐1。

圖1 膜分離裝置示意圖Fig.1 Schematic diagram of the membrane separation device

1.3 方法

1.3.1 前處理

稱取約50.00 g猴頭菇粉于燒杯中，按料液比1∶20加入蒸餾水，80 ℃下浸提2 h，抽濾，濾渣重復上述浸提操作。合并兩次濾液約2 000 mL作為后續實驗的原料[8]。

1.3.2 不同分離方法

1.3.2.1 醇沉分離工藝

取浸提液約2 000 mL，經旋轉蒸發減壓濃縮后按浸提液與乙醇體積比1∶3加入95%乙醇（乙醇終體積分數約為70%），放置過夜。離心，去上清液得沉淀，加水復溶后旋轉蒸發去除有機溶劑，真空冷凍干燥得粗多糖，記為A-He P[9]。

1.3.2.2 膜分離工藝

納濾：取浸提液約2 000 mL，用截留分子質量300 Da的納濾膜在1 MPa、600 r/min下進行納濾濃縮，所得濃縮液經真空冷凍干燥得粗多糖，記為B-He P。

微濾＋納濾：取浸提液約2 000 mL，用0.1 μm的微濾膜在0.4 MPa、600 r/min下進行微濾預處理，微濾滲出液再經截留分子質量為300 Da的納濾膜進行納濾濃縮，最終所得濃縮液經真空冷凍干燥得粗多糖，記為D-He P。

1.3.2.3 膜分離＋醇沉工藝

納濾＋醇沉：取浸提液約2 000 mL，用截留分子質量300 Da的納濾膜在1 MPa、600 r/min下納濾濃縮至300 mL，經旋轉蒸發減壓濃縮后按浸提液與乙醇體積比1∶3加入95%乙醇（乙醇終體積分數約為75%），放置過夜。離心，去上清液得沉淀，加水復溶后旋轉蒸發去有機溶劑，真空冷凍干燥得粗多糖，記為C-He P。

微濾＋納濾＋醇沉：取浸提液約2 000 mL，用0.1 μm的微濾膜在0.4 MPa、600 r/min下進行微濾預處理，微濾滲出液再經截留分子質量為300 Da的納濾膜納濾濃縮至300 mL，經旋轉蒸發減壓濃縮后按浸提液與乙醇體積比1∶3加入95%乙醇（乙醇終體積分數約為75%），放置過夜。離心，去上清液得沉淀，加水復溶后旋轉蒸發去有機溶劑，真空冷凍干燥得粗多糖，記為E-He P。

工藝流程如圖2所示。

圖2 膜分離＋醇沉工藝流程圖Fig.2 Flow chart of membrane separation + ethanol precipitation

1.3.3 粗多糖理化性質分析

1.3.3.1 總糖質量的測定

總糖質量的測定采用苯酚-硫酸測定法[10]。取0.5 g冷凍干燥多糖樣品定溶于100 mL容量瓶，取1 mL定容于50 mL容量瓶。精確吸取樣品溶液2.0 mL，加入質量分數6%苯酚1 mL、濃硫酸5 mL，振蕩搖勻后沸水浴15 min，取出后迅速冷卻至室溫，測定490 nm波長處的吸光度，以蒸餾水為空白對照。采用葡萄糖標準品建立標準曲線，計算總糖質量。

1.3.3.2 還原糖質量的測定

還原糖質量的測定采用二硝基水楊酸法[11]。取1.0 mL樣品于25 mL具塞試管中，加入3 mL二硝基水楊酸試劑，采用振蕩器混勻。沸水浴5 min后迅速冷卻至室溫，定容至25 mL，搖勻。于540 nm波長處測定吸光度，以蒸餾水為空白對照。采用葡萄糖標準品建立標準曲線，計算還原糖質量?？偺琴|量與還原糖質量之差為多糖質量。

1.3.3.3 提取物中蛋白質量的測定

提取物中蛋白質量的測定采用考馬斯亮藍法[12]。以牛血清白蛋白作標準曲線，取10 mg牛血清白蛋白于容量瓶中，用蒸餾水溶解后定容至100 mL，向6 支試管中分別加入0、0.2、0.4、0.6、0.8、1.0 mL牛血清白蛋白標準品溶液，各管用蒸餾水補足1 mL。再加入考馬斯亮藍G-250試劑5.0 mL，在漩渦振蕩器上混勻。10 min后測定在595 nm波長處的吸光度，以蒸餾水作空白，繪制標準曲線，根據標準曲線計算樣品中蛋白的質量。

1.3.3.4 多酚質量的測定

多酚質量的測定參考Kumazawa[13]和Mello[14]等的方法并稍加修改。將冷凍干燥后的多糖用蒸餾水配制成1 mg/mL多糖溶液。取1 mL于試管中，加入5 mL質量分數10%福林-酚試劑，搖勻反應3～8 min，然后加入4.0 mL質量分數7.5% Na2CO3溶液，搖勻。室溫下放置60 min后在765 nm波長處測吸光度。以蒸餾水為空白對照，用沒食子酸標準品建立標準曲線，計算樣品中多酚的質量。

1.3.3.5 糖醛酸質量的測定

糖醛酸質量的測定采用間羥聯苯法[15]。將冷凍干燥后的多糖用蒸餾水配制成1 mg/mL多糖溶液，取1.0 mL于冰水浴中預冷放置一段時間后，加入配制好的四硼酸鈉-硫酸溶液5 mL。振蕩混勻，于沸水中加熱10 min，冷卻至室溫后加入100 μL 1.5 mg/mL間羥聯苯試劑。振蕩5 min讓其充分混勻，靜置1 h后測定其在525 nm波長處的吸光度。以蒸餾水作空白，用葡萄糖醛酸標準品建立標準曲線，計算樣品中糖醛酸的質量。

1.3.3.6 提取液成分分析

按式（1）計算提取液中多糖、還原糖、蛋白質、多酚、糖醛酸提取率。

1.3.3.7 粗多糖成分分析

按式（2）計算多糖得率，按式（3）計算多糖、蛋白質、多酚、糖醛酸質量分數，按式（4）計算多糖保留率，按式（5）計算多糖、還原糖、蛋白質、多酚、糖醛酸質量濃度。

1.3.4 粗多糖結構及形態分析

1.3.4.1 傅里葉變換紅外光譜分析

參考Nejatzadeh-Barandozi等[16]方法。取2 mg干燥猴頭菇粗多糖樣品，加入200 mg干燥溴化鉀粉末在瑪瑙研缽中混合均勻并研細，用壓片機將其壓成薄片，用傅里葉變換紅外光譜儀在4 000～500 cm－1范圍內掃描。

1.3.4.2 紫外光譜分析

參考Cui Jie等[17]的方法。取10 mg干燥猴頭菇粗多糖樣品，用蒸餾水溶解配制成1.0 mg/mL多糖溶液，用UV-2450型紫外-可見分光光度計在190～400 nm波長范圍內對其進行掃描，得到紫外吸收光譜。

1.3.4.3 掃描電子顯微鏡分析

取少量5 種猴頭菇多糖，用棉簽將其粘貼在雙面導電膠的載物臺上，用洗耳球吹去沒有粘住的多糖粉末。將其放置在離子濺射儀中進行噴箔處理，再將處理好的樣品按順序放入掃描電子顯微鏡下，待儀器設置穩定之后觀察其形貌[18]。

1.3.5 抗氧化活性分析

分別將5 種粗多糖配成0.1、0.5、1.0、1.5、2.0、2.5、5.0 mg/mL 7 個不同質量濃度的多糖水溶液備用。

1.3.5.1 還原力測定

取不同質量濃度的多糖溶液1 mL，加入0.2 mol/L pH 6.6的磷酸鹽緩沖液1 mL和質量分數1%鐵氰化鉀溶液1.0 mL混勻。50 ℃保溫反應20 min后加入質量分數10%三氯乙酸溶液1.0 mL，冷卻至室溫，再加入1.0 mL質量分數0.1% FeCl3溶液。反應10 min后測定700 nm波長處的吸光度Ax。以VC作為陽性對照。用等體積的蒸餾水作空白對照，測得吸光度A0[19]。以吸光度表示還原力，按式（6）計算。

1.3.5.2 gOH清除率測定

量取0.8 mL各質量濃度的猴頭菇多糖溶液，分別加入濃度為2 mmol/L的FeSO4溶液2 mL、2 mmol/L的水楊酸1 mL和體積分數為0.1%的H2O2溶液1 mL。在37 ℃恒溫水浴1 h，冷卻至室溫，測定其在510 nm波長處的吸光度Ai。以蒸餾水作空白，同等條件下測吸光度A0；對照組采用蒸餾水代替水楊酸溶液，同等條件下測得吸光度Aj[20]?！H清除率按式（7）計算。

1.3.5.3 ABTS陽離子自由基清除率測定

ABTS儲備液的制備：量取8 mL濃度為7 mmol/L的ABTS溶液和141 μL濃度為140 mmol/L的過硫酸鉀溶液，將兩者混合后于4 ℃下避光反應12～16 h。用pH 7.4、10 mmol/L磷酸鹽緩沖液稀釋儲備液至吸光度為1.00f0.02后備用。分別量取1 mL各質量濃度的猴頭菇多糖溶液，加入ABTS溶液3 mL，混勻后避光反應1 h，測定在734 nm波長處的吸光度Ai。用1 mL蒸餾水作空白對照，同等條件下測得吸光度A0；樣品對照組用3 mL蒸餾水替代ABTS溶液，測得吸光度Aj[21]。ABTS陽離子自由基清除率按式（8）計算。

1.3.5.4 DPPH自由基清除率測定

分別量取2 mL不同質量濃度的多糖溶液于具塞試管中，加入0.2 mmol/L DPPH-甲醇溶液1 mL，密封后混勻，于25 ℃恒溫避光反應1 h，測定517 nm波長處的吸光度Ai。用等體積的甲醇溶液代替DPPH溶液為對照組，同等條件下測得吸光度Aj。為消除多糖溶液對吸光度的影響，用等體積的蒸餾水代替多糖樣品溶液作空白對照，測吸光度A0[22]。DPPH自由基清除率按式（9）計算。

1.4 數據處理與分析

本實驗所有數據均重復測定3 次，使用SPSS 18.0軟件進行數據處理，采用Origin 8.5.1軟件作圖。

2 結果與分析

2.1 粗多糖理化性質分析

2.1.1 提取液成分分析

圖3 猴頭菇提取液主要成分Fig.3 Major components of Hericium erinaceus extract

從圖3中可以看出，猴頭菇提取液中多糖的質量濃度及提取率明顯高于其他4 種成分。

2.1.2 粗多糖成分分析

圖4 猴頭菇粗多糖主要成分分析Fig.4 Principal components of crude polysaccharides from Hericium erinaceus

由圖4A可知，納濾所得粗多糖的得率約為醇沉的3 倍，表明醇沉會損失大量的多糖。粗多糖樣品中多糖的質量分數即粗多糖樣品的純度，由圖4B可知，E-He P的純度最高，B-He P最低；5 種粗多糖中的蛋白質量分數也有差異，B-He P大于D-He P，即經過微濾處理所得的粗多糖中蛋白質量分數比納濾濃縮要低，說明微濾可以除去部分蛋白質；醇沉和膜分離＋醇沉所得粗多糖中糖醛酸質量分數較高，約為膜分離的3 倍，A-He P、C-He P、E-He P中糖醛酸質量分數分別為15.08%、16.58%、16.48%，說明醇沉處理得到的粗多糖中含有較多的酸性多糖。如圖4C所示，膜分離可以保留提取液中約80%的多糖，而醇沉和膜分離＋醇沉分離所得的多糖保留率僅為30%左右，即醇沉處理會讓大部分多糖損失。由圖4B、C可以得出，微濾＋納濾＋醇沉所得粗多糖的純度雖然最高，卻損失了大部分的多糖，微濾＋納濾可以保留提取液中的較多的多糖，且所得多糖純度較高。

2.2 粗多糖結構及形態分析

2.2.1 傅里葉變換紅外光譜分析

圖5 猴頭菇粗多糖傅里葉變換紅外光譜圖Fig.5 FTIR spectra of crude polysaccharides from Hericium erinaceu

由圖5可知，5 種多糖樣品結構基本一致，均具有典型的多糖特征吸收峰[23]。在3 370 cm－1附近有較強吸收峰，為糖類OüH的伸縮振動吸收峰；在2 932 cm－1附近出現由CüH伸縮振動引起的吸收峰，包括üCH、üCH2、üCH3的伸縮和彎曲振動；1 049 cm－1處出現的較強吸收峰是糖環中CüOüC伸縮振動吸收峰，這3 個峰是糖類化合物的典型特征吸收峰。吸收峰越強，說明多糖含量越高。蘇平等[24]對黃秋葵花多糖紅外光譜圖分析顯示，不同提取方法所得的4 種黃秋葵花多糖在3 385 cm－1附近都出現了強而寬的吸收峰，是OüH伸縮振動的結果，表明多糖的分子內和分子間均存在氫鍵。Li Xiaoyu等[25]用紅外光譜研究了黃芪多糖的結構，圖譜表示在1 040 cm－1附近的吸收帶是屬于CüOüC的拉伸振動。這些都與猴頭菇粗多糖的特征吸收峰在傅里葉變換紅外光圖譜中有相似的表現。

猴頭菇粗多糖在1 646 cm－1附近出現酰胺I帶吸收峰，是蛋白質的特征光譜。樊偉偉等[26]用紅外光譜研究了超聲波輔助提取所得猴頭菇多糖的結構，其在1 644 cm－1處出現乙酰氨基的吸收峰，表明此處吸收峰為蛋白質。猴頭菇多糖在1 406、1 233 cm－1處有較小的吸收峰，說明含有少量酚類[27]。

在889 cm－1處的吸收峰表明猴頭菇粗多糖中存在β-構型糖。539 cm－1處吸收峰為吡喃型糖環特征。Kuang Haixue等[28]曾對麻黃莖多糖進行紅外光譜分析，發現其在833 cm－1處具有β-構型吸收峰，這與猴頭菇粗多糖官能團在圖譜中的表現相似。

2.2.2 紫外光譜分析

圖6 猴頭菇粗多糖紫外光譜圖Fig.6 Ultraviolet spectra of crude polysaccharides from Hericium erinaceus

從圖6中可以看出，5 種粗多糖紫外光譜圖相似。在260～280 nm波長處有吸收峰，說明粗多糖樣品中含有核酸和蛋白質。B-He P蛋白質含量（260～280 nm波長處吸收峰）高于D-He P，表明通過微濾處理可以除去部分蛋白質。通過醇沉處理所得3 種粗多糖中蛋白質量分數比只經過膜分離的低。與粗多糖樣品中蛋白質量分數排序（B-He P＞D-He P＞C-He P＞A-He P＞E-He P）結果一致。2.2.3 粗多糖的微觀形態觀察結果

圖7 不同方法分離后粗多糖的表面結構Fig.7 Surface structures of crude polysaccharides separated by different methods

如圖7所示，A-He P主要為較大的塊狀，B-He P、D-He P主要為棒狀，C-He P、E-He P主要為片狀。結果表明膜分離與醇沉技術分離得到的猴頭菇多糖有較大的形貌差異：膜分離所得多為棒狀；醇沉處理所得為較大塊狀；膜分離＋醇沉所得為片狀。

2.3 猴頭菇粗多糖的體外抗氧化活性分析

2.3.1 還原力比較

多糖提供電子將Fe3＋還原成Fe2＋，Fe2＋在700 nm波長處有強吸收，吸光度越大則表明還原力越強。如圖8所示，5 種粗多糖組分還原力均隨樣品質量濃度上升而升高，且存在一定的劑量-效應關系。D-He P還原力最強，最高可達2.21，略高于B-He P，明顯高于醇沉及膜分離＋醇沉所得的3 種多糖；E-He P還原力最弱。

圖8 猴頭菇粗多糖的還原力Fig.8 Reducing power of crude polysaccharides from Hericium erinaceus

崔芳源[29]通過Sevag法脫蛋白所得猴頭菇醇沉多糖的還原力為0.4，低于D-He P，說明通過微濾除蛋白所得多糖的還原力較Sevag法所得的高。黃越等[7]用水提醇沉法得到猴頭菇粗多糖，在質量濃度為5 mg/mL時，700 nm波長處的吸光度為1.21，略低于A-He P。Liu Yong等[30]研究了金錢菇多糖的還原能力，當質量濃度為5 mg/mL時，其還原力僅為0.27。Kozarski等[31]對靈芝多糖的還原能力進行研究，當質量濃度為5 mg/mL時，其還原力僅為0.23。說明猴頭菇粗多糖具有良好的還原力，尤其是微濾＋納濾處理組。

2.3.2 gOH清除率比較

圖9 猴頭菇粗多糖對gOH的清除率Fig.9 Hydroxyl radical scavenging capacity of crude polysaccharides from Hericium erinaceus

gOH具有極強的氧化能力，是自然界中氧化能力僅次于氟的氧化劑。多糖對Fenton體系產生的·OH有一定的清除作用。如圖9所示，5 種粗多糖組分的·OH清除能力與樣品質量濃度均呈正相關關系。E-He P清除能力最強，B-He P清除能力最弱。但是各多糖的·OH清除能力相差不大。當質量濃度達到5 mg/mL時，5 種粗多糖的清除率都可達到80%以上，對·OH都有較好的清除能力。

陸武祥等[32]研究顯示猴頭菇多糖對·OH的清除率可達86.9%，與本研究結果相近。Liu Yong等[30]研究了金錢菇多糖對·OH的清除效果，質量濃度為5 mg/mL時其對·OH的清除率僅為24.30%。Zhang Zuofa等[33]對金針菇多糖·OH清除率的研究結果顯示，當質量濃度為5 mg/mL時，其·OH清除率為36.87%。表明猴頭菇粗多糖相較其他多糖有更好的·OH清除能力，其中E-He P效果較佳。

2.3.3 ABTS陽離子自由基清除率比較

ABTS陽離子自由基是一種穩定的有機自由基，可以通過ABTS溶液與過硫酸鉀在室溫黑暗中反應12～16 h產生。在抗氧化劑存在的情況下ABTS陽離子自由基將會減少。通過測定反應液在734 nm波長處的吸光度變化，可得知多糖對ABTS陽離子自由基的清除效果。

圖10 猴頭菇粗多糖對ABTS陽離子自由基的清除效果Fig.10 ABTS radical scavenging capacity of crude polysaccharides from Hericium erinaceus

如圖10所示，5 種粗多糖對ABTS陽離子自由基都有很好的清除能力，且均隨著樣品質量濃度的升高而增強。通過膜分離所得粗多糖ABTS陽離子自由基清除率隨樣品質量濃度增加而上升，且升高速度比醇沉和膜分離＋醇沉得到的粗多糖快，其中D-He P升速最快，A-He P升速最慢，在2.0 mg/mL時5 種粗多糖清除率都達到最大值100%。A-He P與黃越等[7]用水提醇沉法得到的猴頭菇粗多糖一樣都具有很好的清除效果，在質量濃度為0.5 mg/mL時對ABTS陽離子自由基的清除率達到80%。Li Chao等[34]對3 種夏枯草多糖的ABTS陽離子自由基清除率進行研究，質量濃度為0.5 mg/mL時3 種夏枯草多糖對ABTS陽離子自由基的清除率分別為6.2%、16.6%和12.8%。Liu Yong等[30]對金錢菇多糖的ABTS陽離子自由基清除效果進行研究，質量濃度為5 mg/mL時其對ABTS陽離子自由基的清除率為63.96%，明顯低于猴頭菇粗多糖。表明猴頭菇粗多糖具有良好的ABTS陽離子自由基清除能力，可作為良好的ABTS陽離子自由基清除劑，特別是微濾＋納濾處理組。

2.3.4 DPPH自由基清除能力比較

DPPH自由基是一種有機氮自由基，在517 nm波長處有最大吸收峰，當DPPH自由基與抗氧化劑反應后會被還原，使其在517 nm波長處的吸光度降低，可以通過此方法測定多糖對DPPH自由基的清除能力。

如圖11所示，5 種粗多糖對DPPH自由基的清除率都隨著樣品質量濃度的升高而升高，且存在一定的劑量-效應關系。其中，D-He P清除能力最強，當質量濃度達到1.5 mg/mL時清除率超過50%，最高可達到64.7%；A-He P清除能力最弱，清除率最高為53.6%；各組多糖的清除能力相差不明顯。

圖11 猴頭菇粗多糖對DPPH自由基的清除效果Fig.11 DPPH radical scavenging capacity of crude polysaccharides from Hericium erinaceus

黃越等[7]用水提醇沉法得到猴頭菇粗多糖，在質量濃度為5 mg/mL時，其清除率約為47.91%，略低于A-He P。D-He P與崔芳源[29]通過Sevag法脫蛋白所得猴頭菇醇沉多糖的DPPH自由基清除率相差不大，說明通過微濾和Sevag法脫蛋白所得多糖對DPPH自由基清除效果相似。本研究所得猴頭菇粗多糖具有較好的DPPH自由基清除能力，尤其是微濾＋納濾處理組。

3 結 論

本研究采用醇沉、納濾、納濾＋醇沉、微濾＋納濾、微濾＋納濾＋醇沉5 種方法分離猴頭菇粗多糖。主要結論如下：1）5 種粗多糖樣品的得率排序為：B-He P＞D-He P＞A-He P＞C-He P＞E-He P；多糖純度排序為：E-He P＞C-He P＞A-He P＞D-He P＞B-He P。膜分離＋醇沉所得多糖純度高但得率低，有大量多糖損失；納濾所得多糖的得率最高，但純度最低；微濾＋納濾所得多糖的得率和純度都較高（得率為10.08%，純度為43.01%），提取液中80.34%的多糖得到保留。5 種多糖樣品中均含蛋白質，且B-He P中的蛋白質量分數高于D-He P。因此，微濾處理可以除去部分蛋白而提高多糖的純度。醇沉和膜分離＋醇沉所得3 種粗多糖中糖醛酸的質量分數約為膜分離的3 倍，表明醇沉處理所得的粗多糖中含有較多的酸性多糖。2）在粗多糖的結構與形態分析中，傅里葉變換紅外光譜顯示5 種粗多糖樣品在化學結構上類似，都含有多糖的特征吸收峰；掃描電子顯微鏡觀察表明膜分離與醇沉技術分離所得多糖有較大的形貌差異，膜分離所得多為棒狀，醇沉所得為較大塊狀，膜分離＋醇沉所得為片狀。3）對5 種粗多糖樣品的還原力和gOH、ABTS陽離子自由基、DPPH自由基清除率的分析結果表明，5 種粗多糖均具有一定的抗氧化能力，其中D-He P的抗氧化能力最佳。