A型塞尼卡病毒檢測方法及疫苗研究進展

王遷遷，于永樂，李月華，董雅琴，尼 博，劉拂曉

(1.青島農業大學動物醫學院，青島 266109;2.內蒙古農業大學獸醫學院，呼和浩特 010018;3.中國動物衛生與流行病學中心，青島 266032)

A型塞尼卡病毒(SenecavirusA，SVA)也稱為塞尼卡谷病毒(SenecaValleyvirus，SVV)，屬于小RNA病毒科(Picornaviridae)塞尼卡病毒屬(Senecavirus)，是該屬的唯一成員，且只有1個血清型[1]。2002年，研究人員偶然從人胚胎視網膜細胞PER-C6培養基中發現該病毒，最初認為是一種細胞培養液中的污染物[2]。自1988年以來，SVA一直在美國的豬群中隱性傳播，直到2007年在加拿大首次發現了SVA感染病例[3]。隨后，在中國、泰國、越南、哥倫比亞等多個國家相繼報道了SVA感染[4-6]。2015年，中國廣東省豬場發現了SVA感染的病例[7]，之后SVA逐漸蔓延到福建、河北等其他省份[7-10]。據報道，至2019年12月，中國有超過一半的省、自治區和直轄市豬群感染SVA[11]。SVA引起豬的水泡病在臨床上與口蹄疫病毒(Foot-and-mouth disease virus，FMDV)、豬水泡病病毒(Swine vesicular disease virus，SVDV)、水泡性口炎病毒(Vesicular stomatitis virus，VSV)等引起的癥狀難以區分。研究證實，該病毒可在豬群中垂直傳播[12]，且在小鼠和家蠅樣本中檢測到SVA，并從小鼠糞便和小腸中分離到活病毒，表明小鼠和家蠅可能對SVA的流行有潛在的作用[13]。除此之外，亞臨床感染病例的增加，SVA RNA持續存在于感染恢復期豬的扁桃體中，皆表明豬會長期帶毒，使該病難以控制和消除。因此，開發快速、靈敏的檢測方法及研制安全有效的疫苗對防控SVA傳播至關重要。筆者就近年來SVA檢測方法和疫苗研究進行綜述，旨在提供有效信息以提高對SVA的綜合防控能力。

1 病毒分離和組織學檢測

1.1 SVA分離鑒定

病毒分離是檢測病毒最可靠的方法，可用于分離培養SVA的細胞系有多種，包括人胚胎視網膜細胞PER-C6[14]、小細胞肺癌細胞H446[15]、人肺癌細胞NCI-H1299[16-17]、人胚胎腎細胞HEK293T[18]、豬睪丸細胞(ST)[19]、乳倉鼠腎細胞BHK-21[20]和BSR-T7/5[21]、豬腎細胞PK-15[22]和IBRS2[8]。SVA感染后導致這些細胞出現不同程度的細胞病變效應(cytopathic effect,CPE)。在BSR細胞單層上可觀察到SVA感染后細胞皺縮、裂解和從細胞瓶底部脫落等典型的CPE[23]。病毒分離鑒定被認為是傳染病診斷的金標準，但這種方法耗時長，且不一定能分離成功。

1.2 免疫組化和原位雜交技術

基于組織學診斷是確定病原體潛在作用的最重要方法之一。免疫組化(IHC)和原位雜交(ISH)可用于鑒定病原體的存在及其與組織內形態學變化的關系，進一步確定病原體是否是疾病的致病因素。免疫組化識別與病原體相關的特定蛋白質，而原位雜交則檢測組織切片中的病原體核酸。

1.2.1 免疫組化 免疫組化可用于檢測組織樣本中的病原體，Leme等[6]通過SVA單克隆抗體進行的免疫組化顯示，新生仔豬易被SVA感染，由于病毒對多種組織的嗜性而導致多系統疾病。Oliveira等[24]利用免疫組化標記物將自然感染SVV的哺乳仔豬的淋巴變化聯系起來發現，SVV可在仔豬體內復制和誘導淋巴細胞凋亡，首次證明SVV與哺乳仔豬淋巴組織之間的關系。雖然免疫組化可檢測與組織病變相關的抗原，但其需特異性的抗體，這些抗體并不易獲得，而原位雜交技術克服了這一限制。

1.2.2 原位雜交技術 RNA原位雜交技術可通過cRNA或寡核苷酸等探針檢測細胞和組織內RNA的表達，已用于檢測不同組織中的SVA抗原。該技術與實時熒光定量RT-PCR技術聯合使用可從感染SVA動物的扁桃體中檢測到SVA RNA的存在[17]。Resende等[25]開發了一種新型原位雜交技術——RNAscope來檢測感染組織中的SVA RNA，這種新型原位雜交技術建立了組織學病變與病毒之間的聯系，背景和非特異性染色較少，極大地消除了經典原位雜交技術中的假陽性染色。與免疫組化相比，原位雜交技術能通過靶向特定信使RNA檢查組織學病變中特定病原體的存在，有助于在缺乏免疫組化商業抗體的情況下診斷新出現的病原體。

2 血清學診斷方法

現已開發出多種檢測抗SVA抗體的檢測方法，包括間接ELISA、競爭ELISA、均相光激化學發光免疫技術和病毒中和試驗。ELISA方法因其操作簡單、快速靈敏，是血清學診斷中常用的技術手段，其他新興技術的開發也為快速檢測SVA提供了可靠的血清學方法。

2.1 間接ELISA

間接ELISA只需純化的抗原，因此不易發生改變單克隆抗體結合表位反應性的突變。VP1、VP2和VP3構成SVA的衣殼蛋白，具有較強的抗原性，可刺激動物機體產生特異性免疫反應，是SVA主要的診斷靶抗原。

2.1.1 基于VP1的ELISA方法 小RNA病毒的VP1蛋白分布在病毒顆粒的最外部，具有最強的免疫原性，已用于許多ELISA試驗檢測病毒抗體。抗SVA VP1蛋白抗體的測定可以作為檢測SVA感染細胞的方法[10]。目前，重組VP1蛋白及其多克隆抗體的成功制備為血清學檢測方法的建立提供了良好的生物材料[26]。已有研究者利用純化的重組VP1(rVP1)蛋白作為包被抗原建立了SVA VP1的間接ELISA抗體檢測方法，并用大量試驗和臨床樣本對其進行了評估，具有良好的特異性、敏感性和重復性[27-28]，通過此種方法可在SVA暴發的早期階段檢測到臨床感染和非臨床感染母豬的SVA血清轉化及仔豬的母源抗體[29]。

2.1.2 基于VP2的ELISA方法 VP2中存在許多單克隆抗原表位，其特異性IgM抗體反應與SVA感染早期的中和抗體水平相關，比VP1蛋白更保守，更適用于血清學檢測[30-31]。因此，制備重組VP2蛋白及其多克隆抗體將有助于建立SVA特異性血清學診斷方法[32]。有研究報道，與VP1和VP3蛋白相比，SVA VP2蛋白作為包被抗原建立的ELISA方法具有更高的特異性和靈敏度[33]，且利用VP2蛋白建立的ELISA方法與間接免疫熒光抗體方法的符合率為95.5%[34]，與血清中和抗體試驗符合率為91.9%[35]。Maggioli等[36]研究發現，VP2和VP3蛋白可能含有SVA的主要中和表位，其特異性抗體反應與SVA感染早期中和抗體水平相關。因此，開發基于VP2和VP3蛋白的ELISA檢測方法有助于檢測抗原篩選[37]。

2.1.3 基于VP3的ELISA方法 SVA感染的急性期，機體產生的抗體主要是抗VP2和VP3的特異性IgM；在康復期，機體產生的抗體主要是VP1、VP2、VP3的特異性IgM和IgG[36]，說明VP3蛋白在感染的早期就能產生中和抗體，可作為SVA早期檢測的靶標抗體。有關VP3 ELISA方法的研究相對較少，國內學者以VP3蛋白作為包被抗原建立的ELISA方法敏感性略低于中和試驗，但仍具有較高的敏感性、重復性和穩定性，為不同蛋白所建立的間接ELISA方法的對比奠定了基礎[38]。

2.2 競爭ELISA

血清中的特異性抗體水平是鑒別病毒感染的有效指標。競爭ELISA被廣泛用于血清抗體檢測，該檢測方法測定了臨床樣本中存在的抗體與特異性單克隆抗體之間對特定抗原的競爭。Yang等[39]開發了一種用于血清學診斷的特異性單克隆抗體，并用該抗體建立了競爭ELISA方法，然而，由于血清樣本數量有限，該檢測方法并未得到充分驗證。2017年，Goolia等[19]利用競爭ELISA方法對SVA陽性豬血清樣本及多種來源的SVA陰性血清樣本進行了進一步驗證，同時將競爭ELISA與病毒中和試驗和免疫熒光抗體試驗進行了比較。結果顯示，3種方法的結果具有很強的一致性。競爭ELISA比其他檢測方法更具優勢，其操作更快、更簡單、成本更低，但其包被滅活病毒，需要培養大量純度較高的病毒，具有散毒的風險。而阻斷ELISA以SVA VP2蛋白作為抗原，辣根過氧化物酶(HRP)標記的針對VP2的單克隆抗體作為二抗，可減少試驗過程中散毒的風險，利用該方法檢測豬血清中的SVA抗體，并與中和試驗進行比較，結果發現兩者的符合率為70.1%[40]和96.0%[41]。

2.3 均相光激化學發光免疫技術

均相光激化學發光免疫技術(AlphaLISA)是近幾年快速發展的新型檢測技術，也是目前利用高通量技術進行樣品檢測的較好方法，已在生物研領域得到廣泛應用。該技術在動物傳染病上的應用較少，且目前只有國內學者開發了AlphaLISA血清學檢測方法，用于臨床上快速區分SVA和其他疾病，來監測國內SVA感染的流行趨勢[42]。與傳統ELISA方法相比，該方法具有節約血清樣本、簡化試驗步驟和縮短整體試驗時間等優點，為開發操作簡便、靈敏度高、特異性強、穩定性好的SVA血清學診斷試劑盒提供了新思路。目前該方法在檢測病原微生物方面尚處于初級階段，需進行大量臨床樣本檢測來進一步驗證該技術用于快速檢測SVA的可行性。

2.4 病毒中和試驗

病毒中和試驗廣泛用于評估血清中抗SVA的抗體，其對傳染病進行回顧性和前瞻性血清學研究及概述動物健康狀況非常重要，是確定傳染源進入一個國家的時間及與感染相關風險因素的重要工具。Saporiti等[43]利用該方法對2014年巴西暴發SVA感染疫情前后的大量血清樣本進行了回顧性血清學調查，結果發現在2014年之前，巴西主要生豬產區沒有出現SVA。基于CPE的病毒中和試驗已被用于檢測針對SVA的中和抗體，野生型SVA引起的CPE在某些接毒孔中通常不太明顯，無法通過常規病毒中和試驗確定正確的結果，而基于表達eGFP重組病毒的病毒中和試驗比單獨使用野生型SVA的方法敏感性和特異性更高[21]。

3 病毒核酸檢測方法

病毒核酸檢測方法廣泛應用于SVA RNA的檢測，主要有PCR和基因組測序技術，PCR技術是常用的病毒核酸檢測方法，通過PCR檢測SVA核酸，加快了對該病毒的臨床診斷，并幫助研究人員了解該病毒的發病機制?；蚪M測序技術可檢測未知的RNA病毒及識別和表征樣品中的整個微生物組，對鑒別新型病原體和研究特定RNA病毒的進化機制至關重要。

3.1 普通PCR

普通PCR靈敏度高，操作簡單，不僅可用于實驗室診斷，也適用于養殖場SVA的檢測。RT-PCR可作為一種可靠的病原檢測方法用于SVA的分子流行病學調查，范慧等[44]利用該技術對山東地區的豬水皰液、心臟、扁桃體等組織樣本進行檢測，發現山東地區SVA感染陽性率處于較低水平。Leme等[4]利用RT-PCR方法首次在巴西豬群中檢測到SVA，這是第1份報告北美以外豬臨床感染SVA的研究。劉濤等[45]還報道了一種能同時檢測鑒別SVA和FMDV的雙重RT-PCR方法，為2種病毒的鑒別診斷提供了重要的工具。

3.2 巢式PCR

與普通RT-PCR技術相比，巢式PCR技術具有更高的靈敏性和反應效率，操作簡單。在普通RT-PCR中目標傳染病病原體樣本呈陰性的情況下，以及當其他技術不可用或需對大量樣本進行病毒檢測時，此方法可用于流行病學研究中的病毒檢測及通過對被感染和未被感染豬群中的SVA進行常規檢查來進行健康監測[46]。

3.3 實時熒光定量PCR

實時熒光定量PCR具有特異性強、靈敏度高、重復性好、快速等優點，廣泛應用于動物疫病的檢測與監測中。實時熒光定量PCR主要分為探針法和染料法，基于探針的檢測方法具有更高的診斷特異性，適用于病毒感染早期檢測，因此通常是分子診斷的最佳選擇[47-48]。雖然染料法特異性比探針法稍差，但其成本較低，更經濟，且能有效避免試驗過程污染、減少試驗中存在的假陽性[49]。國內外研究人員目前已開發了多種實時熒光定量RT-PCR技術來診斷SVA感染，且這些檢測方法的診斷靈敏度和特異性都已用試驗和/或臨床樣本進行了廣泛的評估。這些診斷方法引物的設計針對不同的保守區域，包括3D基因[50-52]、VP1基因[53-56]、5′-UTR[57]、L/VP4基因[58]等。由于SVA與FMDV感染豬群引起的臨床癥狀、病理變化非常相似，難以區分，需借助實驗室分子診斷技術才能鑒別出來，因此一些有學者建立了FMDV和SVA的雙重實時熒光定量RT-PCR方法[59-60]及針對不同血清型的FMDV和SVA的多重熒光定量RT-PCR檢測方法[61]，利用同一個反應即可快速同時鑒別出SVA和FMDV，大大縮短了檢測周期。這些診斷工具可在水泡病暴發期間提供SVA的早期檢測，對控制和區分其他水泡病至關重要。

3.4 恒溫熱隔絕式PCR(iiPCR)

iiPCR技術最早由Krishnan等[62]提出，是一種基于熱對流原理的全新熒光定量PCR技術，該檢測方法在一個便攜式機器中進行，可進行敏感和特異的現場檢測。Zhang等[57]開發的基于3D基因的RT-iiPCR技術具有很高的敏感性，可檢測歷史和當前SVA分離株，且評估了建立的實時熒光定量RT-PCR與RT-iiPCR 2種方法對臨床樣本的診斷性能，結果發現這2種方法之間具有很高的一致性。

3.5 微滴式數字PCR(ddPCR)

ddPCR是一種新興的核酸檢測技術，與實時熒光定量RT-PCR、PCR相比具有一些優勢，不依賴校準曲線，能對包括DNA和RNA在內的核酸進行絕對定量，已應用于多種動物和人類病毒。然而，有關該技術應用于SVA的報道較少，目前這些方法的建立主要靶向SVA 3D基因，Zhang等[63]用臨床樣本對RT-ddPCR和實時熒光定量RT-PCR 2種方法的檢測性能進行對比發現，SVA RT-ddPCR比實時熒光定量RT-PCR靈敏度高約10倍，且一步法RT-ddPCR的檢測限和分析特異性優于兩步法，這為SVA的檢測和絕對定量提供了一種新方法[64]。

3.6 等溫擴增技術

3.6.1 重組酶聚合酶等溫擴增技術(RPA) RPA是近年來出現的恒溫、核酸快速擴增技術，是一種相對較新的等溫擴增技術，具有操作簡單、靈敏度高、擴增速度快及在低溫恒溫下操作等優點，尤其是在缺乏支持PCR設施的環境中，這種新技術可實現及時準確地檢測，已廣泛用于病毒、細菌、寄生蟲的診斷研究。由于RPA可作為PCR有效的替代方法，因此可通過與其他平臺相結合來開發靈敏度高和等溫效率高的RPA，包括瓊脂糖凝膠電泳、毛細管電泳、側流層析試紙條和熒光染料(定量)等。但目前只有國內學者開發了SVA實時熒光RPA[65]和重組酶聚合酶擴增-側流層析試紙條(RPA-LFD)[66]檢測方法。盡管目前RPA在SVA檢測中的應用研究很少，但由于其設備要求簡單和反應時間短，其在豬群感染SVA的現場快速診斷方面具有較大的市場潛力。

3.6.2 環介導等溫擴增技術(LAMP) 基于LAMP檢測RNA病毒的方法需要在恒溫下孵育，無需復雜的儀器，被認為是病毒病原體檢測和鑒定的替代方法。迄今為止，已開發并評估了4種LAMP技術來診斷SVA。Armson等[67]用凍干試劑開發了2種RT-LAMP，分別靶向5′-UTR和VP3-1區域，與Fowler等[51]開發的實時熒光定量RT-PCR相比，這2種方法的檢測靈敏度均為100%，在12 min內即可獲得結果。Zeng等[68]基于VP2區域開發了RT-LAMP檢測方法，用118個現場樣本對其進行了驗證，并與普通RT-PCR和實時熒光定量RT-PCR進行了對比，結果顯示，該RT-LAMP表現出更高的靈敏度和效率。Li等[69]設計LAMP引物用于靶向SVA 3D基因序列的保守區域，將RT-LAMP與橫向流動試紙條技術(LFD)相結合，首次開發了一種有利于SVA診斷的RT-LAMP-LFD檢測方法，并將該方法與普通RT-PCR對33份血清樣本進行了對比檢測，結果顯示，RT-LAMP-LFD方法比普通RT-PCR具有更高的臨床檢出率，可用于分析SVA感染的組織、囊泡和血清等臨床樣本。

3.7 基因組測序

病毒分離、血清學檢測和PCR技術等方法需事先掌握待檢測病原體的信息。因此，當檢測意外出現的病毒或早期階段的變異株時，在幾乎沒有相關信息的情況下，這些方法將不可避免地減慢病原體鑒定過程。多種基因組測序技術的開發可及時發現新型的病原體，測序產生的基因組信息可用于支持其他診斷方法的開發[10,70]。基因組測序技術非常便于調查病原體未知的傳染病暴發，Tan等[71]以SVA為模型，評估并比較了牛津納米孔(Oxford Nanopore)直接RNA測序(DRS)和傳統的擴增測序(PCR-cDNA，PCS)對RNA病毒的快速檢測和基因組生成，PCS的一致性達到了99%，遠高于DRS(94%)，PCS耗時長，但可產生更準確的一致性，適用于病毒拷貝數較高的樣本；DRS可直接對RNA鏈進行測序，耗時短，允許檢測核酸堿基修飾。這2種測序方法都可用于檢測未知的RNA病毒病原體，且由于測序儀的便攜性使其更適用于現場診斷。二代測序可用于識別和表征樣品中的整個微生物組，Liu等[23]通過二代測序技術對連續傳代的重組病毒進行測序分析，揭示了SVA進化的動力學。

4 疫 苗

疫苗接種是預防和控制SVA最有效的方法。然而目前防控該病仍無商品化疫苗，大量的亞臨床感染增加了控制該病傳播的難度。因此，亟需開發安全有效的SVA新型疫苗，國內外學者已開發了多種候選疫苗用于預防SVA感染。

4.1 弱毒疫苗

目前弱毒疫苗的開發主要利用反向遺傳學技術拯救重組的SVA毒株，SVA全長cDNA感染性克隆的構建有助于后續改良活病毒疫苗的開發[72]。Sharma等[73]描述了一種利用反向遺傳學技術開發的重組減毒SVA活疫苗(rSVAm SacⅡ)，用該活病毒和滅活的病毒制劑通過肌內(IM)或鼻內(IN)途徑免疫4周齡仔豬來評估rSVAm SacⅡ的免疫原性和保護效力，結果發現，單劑rSVA mSacⅡ活病毒引起的抗SVA中和抗體(NA)水平顯著高于兩劑rSVA mSacⅡ滅活疫苗制劑，表現出對異源SVA毒株攻擊后的保護作用，因此該弱毒株可能是預防和控制豬SVA暴發的良好候選疫苗，但仍需更多的研究來評估這種病毒在免疫群中傳代的遺傳穩定性。

4.2 滅活疫苗

滅活疫苗不含任何活性成份，與弱毒疫苗相比其安全性更高，誘發疾病的風險低。迄今為止，已分離出了多種SVA毒株，一些分離株滅活之后免疫豬表現出良好的免疫原性和保護效力，來自中國福建的SVA分離株CH-FJ-2017，是報道的第1個可用于控制SVA感染的候選疫苗株，Yang等[74]在豬中評估了該滅活疫苗的免疫原性，發現用2 μg疫苗制劑免疫的動物產生了更高滴度的NA抗體，并保護豬免受同源SVA攻擊。 然而，免疫1/3或1/9疫苗劑量的動物會產生較低水平的NA抗體，且只能部分保護豬免受SVV感染。2018年從中國廣東分離的1株SVA毒株(GD-ZYY02-2018)滅活后也被證明對受同源病毒攻擊的育肥豬具有保護作用[75]。Li等[76]證實小鼠是初步評價SVA疫苗免疫原性和保護效果的候選動物模型，利用該模型評估了2019年在河南分離的SVA毒株CH-HNCY-2019，結果發現，滅活的SVA CH-HNCY-2019疫苗具有免疫原性，可完全保護小鼠免受同源株攻擊。

4.3 核酸疫苗

核酸疫苗是基于克隆到遞送質粒中的DNA或直接注射信使RNA，經濟高效，內源性蛋白質的合成模擬了自然感染，因此，抗原以其天然形式呈遞，可誘導動物機體產生細胞免疫和體液免疫應答，沒有感染的風險。基于核酸疫苗的一些應用潛力，魏婷等[77]構建了含有SVA P12A-3C編碼序列的真核表達質粒并在小鼠免疫中初步證實該表達質粒能誘導動物機體產生一定的免疫反應，但該表達質粒引起的免疫反應較低，需進一步優化來提高核酸疫苗的免疫效力。

4.4 亞單位疫苗

亞單位疫苗通過將免疫原注入動物體內來刺激機體產生免疫反應，與傳統疫苗相比其安全性好，不良反應小。SVA VP1蛋白是具有較強免疫原性的結構蛋白，有研究發現，利用SVA VP1重組蛋白聯合佐劑免疫小鼠可誘導小鼠體內產生免疫應答且效果良好，SVA亞單位候選疫苗可能成為預防SVA傳播的有力工具[78]。表位的研究是當前的熱點，鑒定出的抗原表位對設計SVA表位疫苗具有潛在的價值。目前，已成功鑒定出了多個線性B細胞抗原表位[79]和T細胞抗原表位[80]，這些T細胞和B細胞抗原表位的成功鑒定有助于表位疫苗的研發和檢測方法的建立。病毒樣顆粒(VLPs)具有與天然病毒粒子相似的結構特征，但不含病毒基因組，因而不具感染性，是目前基因工程疫苗研究的熱點。莫亞霞等[81]成功表達出具有良好反應原性的SVA衣殼蛋白VP0、VP1和VP3，去除His-MUMO后還原天然構象的目的蛋白可組裝成五聚體，為制備SVA VLPs奠定了物質基礎。Mu等[82]、伍春平等[83]開發的SVA VLPs疫苗在免疫動物后能誘導產生較高水平的特異性中和抗體，為SVA的預防和消除提供了一種優于滅活疫苗的候選疫苗。

5 小 結

SVA感染的臨床癥狀與其他重要的水泡性疾病(如口蹄疫)難以區分，可能導致破壞性的經濟損失。因此，SVA感染的暴發可能會對中國養豬業產生重大影響。SVA的快速診斷對于識別病原體和鑒別臨床上難以區分的傳染病非常重要。目前已建立了適用于實驗室、現場等多種檢測方法，但有關SVA疫苗的研究報道相對較少，且無商品化疫苗用于預防SVA感染。SVA自發現以來一直在不斷地進化，這可能導致病毒致病性增強及臨床病例不斷出現。SVA在受感染的豬群中可水平和垂直傳播，豬免疫力下降及病毒在動物和環境中持續存在可能在豬群中引發新的暴發。目前，除了畜牧業生物安全體系外，尚無有效預防SVA感染的策略和方法，因此加強飼養管理，包括環境中鼠、蒼蠅等傳播媒介的清除，減少飼養密度，提高動物機體的免疫力，同時加強在豬群中對SVA的主動監測，將能有效防控該病的大范圍暴發。