商品化低鹽蝦醬發酵過程中的微生物群落演替和品質變化

班雨函，王利文，楊兵兵，馬愛進，桑亞新，孫紀錄,*

（1.河北農業大學食品科技學院，河北 保定 071000；2.北京工商大學食品與健康學院，北京 100048）

蝦醬是一種將小型蝦類或蝦類加工副產品經過發酵后制成的黏稠醬狀食品[1]，具有獨特的鮮香風味，是我國沿海地區和東南亞地區常見的一種調味料[2-3]。但是，傳統發酵蝦醬含鹽量較高，一般在25%～30%，高鹽量容易導致高血壓等心腦血管疾病，已經不符合健康消費潮流。低鹽豆醬[4]、低鹽魚露[5]、低鹽醬油[6]等低鹽發酵食品逐漸成為研究熱點。近年來，新型的低鹽蝦醬也已在一些地區實現了商業化生產。但是，低鹽蝦醬存在耐儲性低、貨架期短等缺點[7]，因此，生產商品化低鹽蝦醬的企業占比較少。河北黃驊地區生產的低鹽蝦醬是將捕撈的新鮮蜢子蝦經過攪碎加鹽（約12%）后，裝入發酵缸中，在低于20 ℃的條件下自然發酵約145 d而成。目前，對低鹽蝦醬的研究報道較少，且主要集中于實驗室水平的低溫發酵[8]和酶法分解快速制備[9]，而對工廠化生產的自然發酵的低鹽蝦醬研究罕見報道。

微生物在發酵食品中起著至關重要的作用，低鹽蝦醬的發酵過程屬于自然發酵，通常會含有來自原料以及與蝦的生長環境相關的微生物。Sang Xue等[10]研究發現，環渤海不同地區生產的蝦醬產品的微生物多樣性有明顯差異，可能是受到地理位置以及氣候的影響。Ohshima等[11]對泰國兩個工廠生產商品化魚露發酵過程多樣性進行探究，發現原料來源會影響產品的微生物群落組成。Dai Lingying等[12]對蝦醬發酵過程細菌群落多樣性變化進行探究，發現主要細菌菌群在發酵不同階段的變化，Lv Xinran等[13]對探究錦州蝦醬細菌群落變化與風味形成的關系，對蝦醬多樣性分析的已知研究中，主要集中于對蝦醬細菌群落的研究，對真菌群落的研究相對匱乏。

因此，本研究為探究商品化低鹽蝦醬發酵過程中微生物群落和品質變化，從黃驊工廠采集商品化低鹽蝦醬發酵過程中不同階段的樣品作為研究對象，測定蝦醬的生物胺、氨基酸態氮、揮發性鹽基氮等理化指標，通過高通量測序分析蝦醬的真菌和細菌的菌落組成及多樣性，并對理化性質和微生物多樣性進行相關性分析，以期揭示商品化低鹽蝦醬的發酵過程中的微生物群落演變規律，為改善商品化低鹽蝦醬工藝提供一定理論支持。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

商品化低鹽蝦醬樣品 黃驊眾信水產有限公司。

乙腈、甲醇（均為色譜級） 美國Fisher Chemical公司；生物胺標準品（組胺鹽酸鹽、酪胺鹽酸鹽、β-苯乙胺鹽酸鹽、色胺鹽酸鹽、尸胺鹽酸鹽、腐胺鹽酸鹽、精胺鹽酸鹽、亞精胺鹽酸鹽）、丹磺酰氯（純度均不小于99%） 上海源葉生物科技有限公司；E.Z.N.ATM Mag-Bind Soil DNA Kit 美國OMEGA公司；Qubit 2.0 DNA檢測試劑盒 美國Life公司；TaqDNA Polymerase 美國Thermo公司；Agencourt AMPure XP美國Beckman公司；一般理化指標測定試劑均為國產分析純。

1.2 儀器與設備

液相色譜系統（包括二元泵、2998紫外-可見光檢測器、1500柱溫箱） 沃特世科技（上海）有限公司；色譜柱WondaSil C18（4.6 mm×250 mm） 日本GL Science公司；PHS型pH計 合肥橋斯儀器設備有限公司；FSH-2可調高速勻漿機 常州國華電器有限公司；TGL-16MC低溫冷凍離心機 長沙湘銳離心機有限公司；Qubit?2.0熒光計 美國Invitrogen公司；ABI GeneAmp?9700型聚合酶鏈式反應（polymerase chain reaction，PCR）儀 美國Bio-Rad公司。

1.3 方法

1.3.1 蝦醬樣品的采集

蝦醬樣品均采自黃驊眾信水產有限公司，工廠位于環渤海地區的河北省黃驊市，將從黃驊港捕撈的新鮮蜢子蝦，加鹽（添加量約12%）攪拌，自然發酵150 d左右（2020.10.26—2021.03.18）。整個發酵周期主要處在中國北方的冬季和春季，氣溫較低。在發酵過程的不同時間段取樣，樣品采集后裝入無菌袋內，在－80 ℃的冰箱保存，待用。樣品采集信息見表1。

表1 商品化低鹽蝦醬樣品采集信息Table 1 information about commercial low-salt shrimp paste samples collected in this study

1.3.2 理化指標分析

理化指標分析時，所測定樣品均為濕質量樣品。

1.3.2.1 丙二醛的測定

根據GB 5009.181—2016《食品中丙二醛的測定》中的分光光度法測定[14]。

1.3.2.2 氨基酸態氮的測定

根據GB/T 5009.235—2016《食品中氨基酸態氮的測定》中的比色法測定[15]。

1.3.2.3 pH值測定

稱取5 g（精確到0.01 g）蝦醬樣品，加蒸餾水至50 mL，16 000 r/min均質1 min，浸漬30 min，取能浸沒pH計電極的液體在100 mL燒杯中。將電極插入試樣中，待讀數穩定后，進行讀數，每種樣品重復3 次[16]。

1.3.2.4 揮發性鹽基氮測定

根據GB 5009.228—2016《食品中揮發性鹽基氮的測定》中的半微量凱氏定氮法[17]。

1.3.2.5 水分的測定

采用直接干燥法測定。

1.3.2.6 含鹽量的測定

根據SC/T 3011—2001《水產品中鹽分的測定》中的直接滴定法測定[18]。

1.3.2.7 生物胺的測定

用高效液相色譜法測定蝦醬中生物胺的含量，色譜柱為WondaSil C18（4.6 mm×250 mm），流動相A為乙腈，流動相B為0.1 moL/L乙酸銨，柱溫40 ℃，流速1 mL/min，紫外檢測器波長254 nm，進樣量20 μL。采用梯度洗脫程序，洗脫程序參照李大偉等[19]的方法。

1.3.3 微生物多樣性分析

1.3.3.1 DNA提取和PCR擴增

DNA提取方法參考李文亞等[20]的方法，使用338F（5’-ACTCCTACGGGAGGCAGCAG-3’）和806R（5’-GGACTACHVGGGTWTCTAAT-3’）對16S rRNA基因V3-V4可變區進行PCR擴增，真菌使用ITS1F（CTTGGTCATTTAGAGGAAGTAA）和ITS2R（GCTGCGTTCTTCATCGATGC）在ITS1區進行PCR擴增，擴增程序：95 ℃預變性3 min，27 個循環（95 ℃變性30 s，55 ℃退火30 s，72 ℃延伸30 s），然后72 ℃終延伸10 min，最后在4 ℃進行保存。

PCR體系：5×FastPfuBuffer緩沖液4 μL，2.5 mmol/L dNTPs 2 μL，上游引物（5 μmol/L）0.8 μL，下游引物（5 μmol/L）0.8 μL，TransStartFastPfuDNA聚合酶0.4 μL，模板DNA 10 ng，補足雙蒸水至20 μL。每個樣本3 個重復[21]。

1.3.3.2 Illumina MiSeq測序和數據處理

擴增后的PCR產物純化參考文獻[22]，純化后用QuantiFluor?-ST藍色熒光定量系統對回收產物進行檢測定量，按照樣品的測序要求，按照相應比例混合。使用NEXTFLEX Rapid DNA-Seq Kit進行建庫，原始數據上傳至NCBI SRA數據庫。用Trimmomatic軟件對原始測序序列進行質控，使用FLASH（version1.2.11）軟件進行拼接，得到優質的Tags數據。使用的Uparse（version7.0.1090）以97%的相似度對序列進行可操作分類單元（operational taxonomic units，OTU）聚類鑒定并剔除嵌合體，得到優質序列。利用RDP classifier對每條序列進行物種分類注釋，并基于Silva（細菌）和UNITE（真菌）分類學數據庫對OTU進行分類學注釋[23]。

1.4 統計學分析

每個理化指標都進行3 次重復實驗，將得到的數據用Origin 2018處理；高通量測序數據的統計分析和差異顯著性分析均使用SPSS 25.0軟件進行，樣品的α多樣性指數用Mothur（version1.30.2）計算，隨后使用R軟件（version 3.3.1）可視化樣品間Venn圖、稀釋曲線圖、環境因子相關性分析和優勢屬的堆疊柱狀圖；利用LEfSe進行物種差異分析。

2 結果與分析

2.1 低鹽蝦醬發酵過程中理化指標變化

圖1 低鹽蝦醬發酵過程中理化指標變化Fig. 1 Changes in physicochemical indexes of low-salt shrimp paste during fermentation

由圖1可知，蝦醬發酵pH值、丙二醛含量、揮發性鹽基氮含量、氨基酸態氮含量、水分質量分數、含鹽量變化范圍分別為7.19～6.90、3.09～5.56 mg/kg、44.81～175.05 mg/100 g、1.42～1.63 g/100 g、59.19%～62.40%、11.02%～12.04%。蝦醬發酵是一個受多種因素影響的過程。由圖1A可見，pH值在發酵前期上升，可能是由于鹽含量低，大多數微生物活性不會受到抑制，蛋白質分解導致氨類物質的產生[24]。發酵第34天pH值降低到6.90，隨后基本穩定在6.90～6.94之間，這與Cai Luyun等[25]研究的低鹽蝦醬中pH值變化結果類似，但是低于吳小禾等[16]研究的黃驊傳統蝦醬。蝦醬通常含有高含量的多不飽和脂肪酸，這些脂肪酸容易氧化。在發酵過程中，丙二醛含量從發酵初期（D0）3.09 mg/kg升高到（D64）5.56 mg/kg，在發酵中后期（D145）逐漸降低至3.68 mg/kg。蝦醬中丙二醛含量的變化可能是由于發酵過程中脂肪的氧化和初級氧化產物的降解造成[26]，這與Cai Luyun等[25]研究的低鹽蝦醬理化指標變化趨勢相同，但高于Li Wenya等[27]研究的黃驊傳統蝦醬，這可能也是低鹽蝦醬相較于傳統蝦醬貨架期短的原因。氨基酸態氮在低鹽蝦醬發酵前期呈上升趨勢，在發酵第64天基本穩定在1.57 g/100 g，高于Li Wenya等[27]研究的黃驊傳統蝦醬。這表明，相較于傳統發酵而言，低鹽蝦醬的蛋白質分解更加充分。發酵過程中揮發性鹽基氮呈上升趨勢，發酵第128天達到最高值175.05 mg/100 g，低于Sang Xue等[10]研究的盤錦地區工廠生產的傳統發酵蝦醬，可能是由于本研究中生產季節處在冬、春低溫條件下，不易發生腐敗變質。

本研究的蝦醬樣品在發酵過程中含鹽量范圍在12.12%～11.72%之間，低于謝主蘭等[28]采用低鹽技術發酵生產的蝦醬，其含鹽量為15%～18%，相較之下，更符合低鹽發酵的要求。蝦醬發酵過程中，發酵前中期，蝦醬水分質量分數從62.40%下降至59.19%（第34天），之后基本保持穩定（約59%），符合我國蝦醬行業標準中水分質量分數不高于60%的要求。發酵后期，水分含量發生小幅度增加，可能是由于隨著春季的到來，空氣的相對濕度增加，導致蝦醬吸收了少量環境中的水蒸氣。

2.2 低鹽蝦醬發酵過程中的生物胺變化

生物胺是蝦醬中氨基酸在氨基脫羧酶的作用下產生的小分子含氮物質，含量過高會影響蝦醬的安全性[29]。對蝦醬樣品進行了8種生物胺的測定，分別是色胺、腐胺、尸胺、苯乙胺、組胺、酪胺、精胺和亞精胺。如圖2所示，共檢測出4種生物胺：色胺、苯乙胺、組胺和酪胺，與Li Wenya等[27]研究的黃驊市售蝦醬中主要生物胺結果相似。其中，組胺是一種對人體健康有害的化合物[30]。蝦醬樣品中的組胺在第145天含量達到最高（4.27 mg/kg），但仍遠低于我國限量標準200 mg/kg。在發酵過程中，4種生物胺的含量及總量整體呈上升趨勢，生物胺含量范圍0～113.29 mg/kg。在發酵第100天時，生物胺含量發生降低，這可能是由于生物胺產生菌的生長繁殖受到抑制，脫羧酶活性降低，生物胺降解菌的生長繁殖增快，導致生物胺含量變化發生波動。結合氨基酸態氮含量變化（圖1C），后續生產加工中，或許可以考慮縮短發酵時間。

圖2 低鹽蝦醬發酵過程中生物胺變化Fig. 2 Changes in biogenic amines contents in low-salt shrimp paste during fermentation

2.3 低鹽蝦醬發酵過程中的細菌多樣性分析

2.3.1α多樣性分析

表2 低鹽蝦醬發酵過程中細菌多樣性Table 2 Bacterial diversity in low-salt shrimp paste during fermentation

低鹽蝦醬細菌群落的豐富度、多樣性和覆蓋率見表2。Simpson指數和Shanno指數常用于表征群落物種多樣性，ACE指數和Chao1指數是分析物種豐富度的指數[31]。發酵過程中，隨著發酵過程的進行，細菌群落多樣性呈現明顯下降趨勢，在發酵中后期，細菌群落的多樣性和豐富度明顯減少。覆蓋率是反映群落覆蓋率的指數，細菌群落的覆蓋率均大于0.99，且基于OTU水平的稀釋曲線（圖3A）表明測序結果獲得的數據足夠可靠，足夠支撐后續的數據分析[32]。

細菌群落上共獲得572 842 條有效序列，30 838 個OTU。由圖3B可見，不同發酵階段都有其特有的微生物，其中，蝦醬樣品在發酵前期的細菌群落獨有的OTU最多，為443，3 個階段共有的OTU為61，說明細菌群落的組成相似度較高。

圖3 低鹽蝦醬不同發酵時期的細菌稀釋曲線（A）和Venn圖（B）Fig. 3 Bacterial rarefaction curve (A) and Venn diagram (B) of low-salt shrimp paste at different fermentation periods

2.3.2 低鹽蝦醬發酵過程中細菌群落的演替分析

圖4 低鹽蝦醬在不同發酵時期的細菌群落組成Fig. 4 Bacterial community composition of low-salt shrimp paste in different fermentation periods

如圖4A所示，在細菌群落門水平上，檢測出5 個優勢菌門（相對豐度＞1%），分別為厚壁菌門（Firmicutes）、擬桿菌門（Bacteroidota）、變形菌門（Proteobacteria）、放線菌門（Actinobacteriota）、螺旋菌門（Spirochaetota）。厚壁菌門在整個發酵過程中一直都是優勢菌屬，與Li Wenya等[27]研究的黃驊傳統發酵蝦醬中主要優勢菌門是厚壁菌門的結果相類似。在發酵中后期，D34（99.10%）、D64（98.68%）、D100（99.20%）、D128（99.35%）、D145（97.84%）厚壁菌門的相對豐度都達到95%以上，在整個發酵群落中占絕對優勢。

如圖4B所示，在細菌屬水平上，鑒定出5 個優勢菌屬（相對豐度＞5%），四聯球菌屬（Tetragenococcus）、Christensenellaceae_R-7_group、鏈球菌屬（Streptococcus）、乳酸桿菌屬（Lactobacillus）和UCG-005。四聯球菌屬在發酵后期的平均相對豐度達到了98%，與Yao Yunping等[33]研究的北塘蝦醬中的優勢菌屬相同，但本研究中并未發現泰式傳統蝦醬[34]中的優勢菌屬Salimicrobium。Christensenellaceae_R-7 group和UCG-005都是常見的腸道微生物，鏈球菌屬和乳酸桿菌屬都是常見的乳酸菌。四聯球菌屬是豆醬[35]、腐乳[36]、魚露[37]等發酵食品中常見的優勢菌屬，可能與有機酸、氨基酸、風味物質的產生相關，同時發酵的低氧環境有利于四聯球菌的生長[38]。Sang Xue等[39]研究發現嗜鹽四聯球菌可作為蝦醬發酵的潛在發酵劑。Udomsil等[40]采用嗜鹽四聯球菌作為發酵劑，從而改善鹽發酵鳀魚醬的風味。

圖5 低鹽蝦醬在不同發酵時期細菌OTU水平上的PCAFig. 5 PCA plot of bacterial OTU levels of low-salt shrimp paste in different fermentation periods

樣品細菌群落在OTU水平上主成分分析（principal component analysis，PCA）（圖5）表明，細菌的PCA得分圖顯示PC1和PC2的方差分別為97.6%和2.37%，發酵中后期樣品明顯聚集，說明到發酵中后期的細菌群落基本保持穩定。

2.3.3 低鹽蝦醬在不同發酵階段的差異細菌菌群分析

采用Kruskal-Wallis秩和檢驗對發酵不同階段細菌屬上的差異菌群比較分析，由圖6可見，除四聯球菌屬外，鏈球菌屬、乳酸桿菌屬和紅球菌屬（Rhodococcus）都是發酵前期與發酵中后期的主要差異菌屬。鏈球菌屬和乳酸桿菌屬都屬于乳酸菌，常作為添加劑改善發酵食品品質，如Prihantoab等[41]利用植物乳桿菌改善印尼蝦醬的感官特性。紅球菌屬是一種廣泛存在于環境當中的微生物。也是高產幾丁質脫乙酰酶的微生物[42]，邱楚雯等[43]發現在蝦腸道以及養殖環境中的優勢菌屬是紅菌屬。在本研究中，紅球菌可能是蝦體及環境內存在的微生物。

圖6 低鹽蝦醬在不同發酵階段的差異菌屬Fig. 6 Differential bacterial genera in low-salt shrimp paste during different fermentation stages

2.4 低鹽蝦醬發酵過程中真菌多樣性分析

2.4.1 低鹽蝦醬發酵過程中真菌的α多樣性分析

表3 低鹽蝦醬發酵過程中真菌多樣性Table 3 Fungal diversity in low-salt shrimp paste during fermentation

低鹽蝦醬群落的豐富度、多樣性和覆蓋率見表3。真菌群落上所有序列在97%的相似水平下進行OTU統計分析，共獲得533 300 條有效序列，42 696 個OTU。與細菌群落相比，低鹽蝦醬中真菌群落多樣性下降趨勢緩慢。各個發酵階段的豐富度都低于細菌群落，其中，發酵前期的真菌多樣性小于細菌多樣性，到發酵中后期，真菌群落多樣性大于細菌群落，且下降趨勢緩慢。真菌群落的覆蓋率均大于0.99，且基于OTU水平上的稀釋曲線（圖7A），表明測序結果獲得的數據是足夠可靠的，足以支撐后續的數據分析。真菌群落Venn圖（圖7B）顯示，發酵前期的OTU最多，為115，3 個階段共有的OTU為10，表明3 個階段的真菌群落組成相似度不高。

圖7 低鹽蝦醬不同發酵時期真菌稀釋曲線（A）和Venn圖（B）Fig. 7 Fungal rarefaction curve (A) and Venn diagram (B) of low-salt shrimp paste during different fermentation periods

2.4.2 低鹽蝦醬發酵過程中真菌群落的演替分析

圖8 低鹽蝦醬在不同發酵時期真菌群落的組成Fig. 8 Fungal community composition of low-salt shrimp paste during different fermentation periods

由圖8A可見，對發酵過程中蝦醬樣品的真菌群落組成進行分析，鑒定出6 個主要菌門（相對豐度＞1%），即子囊菌門（Ascomycota）、擔子菌門（Basidiomycota）、油壺菌門（Olpidiomycota）、被孢霉門（Mortierellomycota）、羅茲菌門（Rozellomycota）和unclassified_k__Fungi，與Sang Xue等[10]研究的環渤海地區蝦醬的主要真菌門類似，蝦醬在發酵過程中，擔子菌門的相對豐度逐漸由85.64%減少到3.13%。子囊菌門的相對豐度由D0的12.87%增加到了D145的95.73%，這與張皓[44]研究南美白對蝦養殖環境中的優勢菌門相同。

在屬水平上，共鑒定出13 個主要菌屬（相對豐度＞5%），包括假絲酵母菌屬（Candida）、絲孢酵母屬（Trichosporon）、酵母菌屬（Saccharomyces）、鏈格孢菌（Alternaria）、Cutaneotrichosporon、Tausonia、unclassified_k__Fungi、Apiotrichum、油壺菌屬（Olpidium）、枝孢屬（Cladosporium）、帚枝霉屬（Sarocladium）、莖點霉屬（Phoma）和Hannaella。發酵前期以絲孢酵母屬為優勢菌屬，到發酵中期，假絲酵母菌屬和鏈格孢菌成為優勢菌屬，發酵后期階段，假絲酵母菌屬成為優勢菌屬。發酵過程中，酵母菌類都是主要優勢菌屬，酵母菌不僅有助于產品風味的形成，還有研究發現酵母菌的代謝產物有利于乳酸菌的生長[45]，后續研究可以綜合代謝組學探究蝦醬發酵過程中代謝通路。

圖9 低鹽蝦醬在不同發酵時期真菌OTU水平上的PCAFig. 9 PCA plot of fungal OTU levels of low-salt shrimp paste during different fermentation periods

樣品在真菌群落OTU水平上PCA（圖9）表明，PC1和PC2的方差分別為90.47%和8.56%，且3 個階段的樣品能分離開，表明發酵不同階段的真菌群落有類似性。

2.4.3 低鹽蝦醬在不同發酵階段差異的真菌菌群分析

如圖10所示，對發酵不同階段真菌屬上的差異菌群比較分析，整體而言，真菌群落相對豐度差異不顯著，但是，絲孢酵母屬（Trichosporon）和酵母屬（Saccharomyces）在不同發酵階段差異較明顯。Wei Guanmian等[46]發現，腐乳中的絲孢酵母屬與多種醇類風味物質的產生有關，絲孢酵母屬可能是發酵前期醇類風味物質形成的主要微生物。酵母屬能產生豐富的代謝產物，常用作發酵劑添加到食品中。Gao Pei等[47]將釀酒酵母（Saccharomyces cerevisiae）31菌株作為發酵劑添加到酸魚中，發現該菌株能促進酸魚中脂肪分解和氧化，促進酸魚中風味的形成。因此，發酵后期，蝦醬風味的形成可能與酵母屬有關。

圖10 低鹽蝦醬在不同發酵階段的差異菌屬Fig. 10 Differential fungal genera in low-salt shrimp paste during different fermentation stages

2.5 低鹽蝦醬中優勢菌屬與理化指標的相關性分析

通過Spearman相關性分析評估細菌群落和真菌群落的優勢菌屬與理化性質之間的相關性。

2.5.1 優勢細菌菌屬與理化指標的相關性

由圖11可見，理化指標和細菌群落中的大多數優勢菌屬都表現出較強的相關性。揮發性鹽基氮、氨基酸態氮、丙二醛和生物胺和四聯球菌均呈正相關，與其他優勢菌屬均呈負相關。有研究表明，乳酸菌和四聯球菌是主要的產生生物胺的微生物[48-50]。本研究中，鏈球菌與生物胺呈顯著負相關（r=－0.72；P=0.04），但四聯球菌和其他乳酸菌屬并沒有與生物胺表現出顯著相關性。在復雜的發酵系統中，某一菌株產生生物胺的能力不僅受到環境的影響，也可能會受到其他微生物的作用，使它們無法在發酵過程中發揮作用。

圖11 低鹽蝦醬中優勢細菌菌屬與理化指標的相關性Fig. 11 Correlation analysis between dominant bacteria and physicochemical properties

2.5.2 優勢真菌菌屬與理化指標的相關性

圖12 低鹽蝦醬中優勢真菌菌屬水平與理化指標的相關性Fig. 12 Correlation analysis between dominant fungi and physicochemical properties

真菌群落與理化指標相關性熱圖（圖12）與細菌群落（圖11）相比，細菌群落的相關性熱圖顏色更深，說明細菌群落與蝦醬發酵過程的理化指標變化相關性更強。真菌群落中只有幾個菌屬與理化指標呈現出顯著相關性，其中，Purpureocillium與揮發性鹽基氮表現出極顯著正相關（r=0.91，P=0.000 76），與生物胺呈顯著正相關（r=0.82，P=0.006 73），表明Purpureocillium可能與生物胺的產生有關，這在之前的研究中鮮見報道，需要深入地研究。

3 結 論

采用高通量測序技術對商品化低鹽蝦醬微生物群落進行探究，群落演替分析結果表明，在細菌門水平上，厚壁菌門、擬桿菌門、變形菌門、放線菌門和螺旋菌門為主要優勢菌門，在細菌屬水平上，四聯球菌屬、鏈球菌屬和乳酸桿菌屬為主要優勢菌屬。四聯球菌屬、鏈球菌屬、乳酸桿菌屬和紅球菌屬為3 個發酵階段的差異菌屬。在真菌門水平上，子囊菌門、擔子菌門、油壺菌門、被孢霉門和羅茲菌門為主要優勢菌門，在真菌屬水平上，主要優勢菌屬為假絲酵母菌屬、絲孢酵母屬、酵母菌屬和鏈格孢菌，且真菌屬在3 個階段上并無顯著差異。通過Spearman分析了商品化低鹽蝦醬發酵期間細菌群落與主要理化性質之間的相關性。理化指標和細菌群落中的大多數優勢菌屬都表現出較強的相關性，揮發性鹽基氮、氨基酸態氮、丙二醛和生物胺和四聯球菌均呈正相關，與其他優勢細菌屬均呈負相關，除揮發性鹽基氮與Purpureocillium表現出極顯著正相關，其他理化指標與真菌屬的相關性較弱。在發酵第64天時，理化指標和細菌群落基本保持穩定，工廠加工可考慮縮短蝦醬發酵時間。目前，低鹽發酵蝦醬中微生物的代謝機制尚不明確。在以后的研究中，可以綜合利用基因組學、轉錄組學和代謝組學等多組學手段探究蝦醬的代謝機制，挖掘影響蝦醬中產物轉化的功能性菌株。本研究結果為改良商品化低鹽蝦醬生產工藝提供了理論支持。