茶皂素對大豆水解肽的修飾及復合物的乳化性表征

謝 萱，姚玉雪，閆世長，關 堯，馬鴻飛，孫樹坤,，陳 昊

（1.東北農業大學食品學院，黑龍江哈爾濱 150030；2.黑龍江省綠色食品科學研究院，黑龍江哈爾濱 150030）

大豆水解肽（Soy hydrolyzed peptide，SHP）是由大豆分離蛋白經過酶解破壞肽鍵將大豆分離蛋白分解成更小的肽，其具有良好的溶解度、保水性等功能特性[1]，同時還具備重要的生物功能，如抗高血壓活性、預防骨質疏松、降血糖和抗氧化功能等[2]。除此之外，與大豆分離蛋白相比，SHP 相對分子量更低，具有更好的生物利用度，更適用于特殊人群[3]。由于酶解后的大豆分離蛋白的親水基團被破壞，導致乳化性較差，影響了SHP 的應用[4]。因此，很多研究者通過改性方法改善其功能特性。例如，Lopes-da-Silva 等[5]通過控制SHP 和半乳甘露聚糖的濃度和分子質量可以很好地改善SHP 的功能性（凝膠性、乳化性）。Zang 等[6]發現，通過木瓜蛋白酶水解的SHP 與谷氨酰胺轉氨酶交聯可以顯著提高乳液的凍融穩定性和乳化性，并防止聚集。

茶皂素（Tea Saponin，TS），又稱茶皂苷，是油茶籽中提取出來的一種天然兩親性表面活性劑，是由疏水性配基部分和親水性碳水化合物兩部分組成[7]。TS 具有良好的抗腫瘤、抗氧化和抗菌[8]以及起泡性、乳化性、潤滑性等性能。例如，Zhu 等[9]研究表明，TS 主要通過靜電作用及空間位阻效應使油滴保持穩定，并可以在低濃度下和油形成納米級液滴。Zhao 等[10]研究表明，TS-磷酸化紫蘇分離蛋白復合物可以作為共穩定劑，通過調節TS 濃度來改善高內相乳液的凍融穩定性和流變性。因此，考慮到TS 在乳液體系中的應用前景，可以利用TS 來提高SHP的乳化特性，然而，關于添加TS 對SHP 的影響鮮有報道，且兩者的相互作用機制尚不清晰，仍需探討。

本文利用傅里葉變換紅外光譜、熒光光譜以及紫外-可見吸收光譜研究了不同質量比的TS 與SHP的相互作用機制和理化結構；考察了SHP-TS 復合物的抗氧化性和乳化性，并表征了其作為乳化劑制備乳液的粒徑電位和微觀結構。本研究為食品工業中的新型乳化劑的開發提供了一定的理論基礎，并進一步拓寬了SHP 在食品行業中的應用。

1 材料與方法

1.1 材料與儀器

大豆 市售；脫脂豆粕 實驗室自制；堿性蛋白酶200000 U/g，北京索萊寶科技有限公司；茶皂素 純度含皂苷52.3%、粗蛋白5.6%、總碳水化合物35.8%、水3.4%、灰分2.9%，上海源葉生物科技有限公司；1,1-二苯基-2-三硝基苯肼（1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl，DPPH） 東京化成工業株式會社；大豆油市售；尼羅紅、尼羅藍 北京博奧拓達科技有限公司；其他試劑均為分析純。

K60V/I 榨油機 美國KOMET 公司；FD5-3 型冷凍干燥機 美國SIM 公司；Nicolet is50 傅里葉變換紅外光譜儀 賽默飛世爾科技（中國）有限公司；RF-6000 熒光分光光度計 日本Shimadzu 公司；UV-2600 紫外可見分光光度儀 島津儀器（蘇州）有限公司；UV-1100 紫外可見分光光度儀 上海美析儀器有限公司 ；NANO ZS90 粒度及電位分析儀 英國馬爾文儀器有限公司；D-500 高剪切數顯分散機維根技術（北京）有限公司；TCS SP8 激光共聚焦掃描顯微鏡 德國徠卡公司。

1.2 實驗方法

1.2.1 脫脂豆粕的制備 參考王亞杰等[11]的方法，并略作修改。將無霉變的500 g 大豆原料放入榨油機中調節壓榨溫度200 ℃，螺旋桿轉速為34 r/min進行冷榨，冷軋后所得的豆粕為脫脂豆粕。蛋白質含量使用凱氏定氮儀測定，結果為：51.37%±5.54%。

1.2.2 脫脂豆粕制備大豆分離蛋白 參考Das 等[12]的方法，并略作修改。將脫脂豆粕粉碎，過60 目篩，將脫脂豆粕粉分散于去離子水中攪拌并使之充分溶解，料液比為1:10（w/v），用2 mol/L 的NaOH 溶液調節pH 至9.0，攪拌2 h，4 ℃下9000 r/min 離心30 min，取其上清液，用2 mol/L 的HCl 調節pH 至4.5，靜置1 h，4 ℃下6500 r/min 離心30 min，收集沉淀。用去離子水將沉淀水洗3 次后，調pH 至7.0，去除不溶物，將蛋白溶液冷凍干燥得到大豆分離蛋白。蛋白質含量使用凱氏定氮儀測定，結果為：93.38%±6.62%。

1.2.3 SHP 的制備 參考Zhang 等[13]的方法，并略做修改。取一定量的大豆分離蛋白粉溶于一定量的去離子水中，配制濃度為5%（w/v）的底物溶液，室溫磁力攪拌15 min 后轉移至水浴鍋，控制溫度值在90 ℃水浴保溫15 min。達到反應溫度值后調節至酶適宜條件（50 ℃，pH9.0）。向大豆分離蛋白水溶液中準確加入水解所需濃度為2%（w/v）的堿性蛋白酶，將得到的水解液放入50℃的水浴鍋中進行恒溫酶解反應。水解3 h 后，調節pH 至9.0 以保持pH穩定，取出置于沸水浴中加熱20 min 以滅酶。冷卻后在9000 r/min 離心20 min，取上清液調節其pH為7.0，冷凍干燥后備用。

1.2.4 SHP-TS 復合物的制備 復合體系中TS 和SHP總質量分數為10 g/L，SHP:TS 的質量比分別為0:1、1:0、1:0.5、1:1、1:2（w/w）（分別編號為1% TS、1%SHP 、SHP-TS 1:0.5、SHP-TS 1:1、SHP-TS 1:2）。將復合乳化劑溶解到100 mL 的0.01 mol/L 的磷酸鹽緩沖液中（pH7.0），連續攪拌2 h。以溶液的形式保存在4 ℃冰箱中，用于特性分析。

1.2.5 SHP-TS 復合物的紫外-可見吸收光譜分析參照Yan 等[14]的方法，并略做修改。用0.01 mol/L的磷酸鹽緩沖液將樣品在室溫下稀釋20 倍，使用紫外分光光度計掃描，掃描范圍和速度分別為200～600 nm，200 nm/min，分辨率為2 nm。

1.2.6 SHP-TS 復合物的傅里葉紅外變換光譜分析

將處理后的SHP-TS 復合物進行凍干，凍干后的樣品按照m（樣品）:m（溴化鉀）=1:100，將2 mg 樣品與200 mg 溴化鉀均勻混合后壓成固體薄片，使用紅外光譜儀測定樣品的紅外光譜。儀器參數分辨率為4 cm-1，掃描次數64 次，光譜波數范圍為400～4000 cm-1。

1.2.7 SHP-TS 復合物的熒光光譜分析 根據Guo等[15]的方法，并略做修改。將樣品用0.01 mol/L 的磷酸鹽緩沖液中（pH7.0）在室溫下稀釋100 倍。用熒光分光光度計測定熒光光譜。儀器參數設定為激發波長290 nm，掃描范圍300～500 nm，激發狹縫與發射狹縫均為5 nm，掃描速度600 nm/min。

1.2.8 SHP-TS 復合物的乳化性 參照Yan 等[14]的方法，并略做修改。將上述1.2.4 中的SHP 和SHPTS 復合物溶液（12 mL）與大豆油（4 mL）進行均質（11000 r/min，3 min），制備油相體積為25%的乳液。將新制乳液用0.1%十二烷基硫酸鈉（Sodium dodecyl sulfate，SDS）溶液稀釋100 倍。使用紫外分光光度計測定，并以相同濃度SDS 溶液調零。混勻后立即讀取樣品在500 nm 波長處吸光度（A1）。放置30 min 后，記錄相同波長下吸光度（A2）按照下式計算樣品的乳化活性（Emulsifying activity index，EAI）和乳化穩定性（Emulsifying stability index，ESI）。

式中：N 表示稀釋倍數，100；ρ表示肽質量濃度，g/L；φ為乳液中油相的體積分數，25%；A1表示0 min時樣品的吸光度；A2表示30 min 時樣品的吸光度。

1.2.9 SHP-TS 復合物的體外抗氧化測定 根據Huang 等[16]的方法并略做修改。DPPH 與無水乙醇混合，配制成0.1 mmol/L 的DPPH 乙醇溶液，配制濃度1.0 mg/mL 的樣品溶液，用4 mL 無水乙醇和4 mL DPPH 做空白組。分別吸取4 mL 樣品和4 mL DPPH 乙醇溶液于10 mL 離心管中，振蕩均勻，在黑暗條件下靜置30 min。用紫外分光光度計測波長為517 nm 時的樣品液的吸光度A0（若有不溶物，離心去除），并按公式計算清除率。

式中：A0表示4 mL DPPH 溶液與4 mL 無水乙醇的吸光度；A1為4 mL 樣品和4 mL DPPH 溶液混合的吸光度；A2為4 mL 樣品和4 mL 無水乙醇的吸光度。

1.2.10 SHP-TS 復合物乳液的制備 將上述1.2.4中的SHP-TS 復合物作為試驗組，單一的SHP 作為對照組。試驗組與對照組與大豆油混合，總體積為16 mL，其中油相體積為25%，使用均質機于11000 r/min 均質3 min，制得乳液。

1.2.10.1 乳液平均粒徑的測定 為了避免多重光散射效應，在測量之前，用磷酸鹽緩沖溶液（0.01 mol/L，pH7.0）將樣品進行稀釋。設定分散相和連續相的折射率分別為1.47 和1.33。

1.2.10.2 乳液ζ-電位的測定 使用ζ-電位分析儀測定樣品的ζ-電位。為了避免多重光散射效應，在測量之前用磷酸鹽緩沖溶液（0.01 mol/L，pH7.0）將乳液樣品稀釋100 倍。

1.2.11 激光共聚焦（CLMS） 根據Zhang 等[17]的方法，并略作修改。將制備好的乳液樣品稀釋10倍，將25 μL 尼羅紅（0.1%，w/v）和25 μL 尼羅藍（0.1%，w/v）溶液加入到1 mL 樣品乳液中，混合均勻，取5 mL混合物置于載玻片中心并用蓋玻片覆蓋，在TCS SP8 激光共聚焦顯微鏡下分別以488 和633 nm 下進行激發，觀察乳液的微觀結構。

1.3 數據處理

所有實驗重復3 次，結果均以平均值±標準誤差表示。使用軟件SPSS 24.0 進行ANOVA 差異顯著性分析及相關分析確認樣品之間的統計學差異（P＜0.05），以Origin 2022 軟件進行繪圖分析。

2 結果與分析

2.1 SHP-TS 復合物的紫外-可見吸收光譜分析

紫外-可見吸收光譜可用于研究蛋白質構象變化以及小分子與蛋白質之間發生相互作用的一種方法。結果如圖1 所示，可以看出SHP 的特征吸收峰出現在285 nm 附近，這主要由Trp 和Tyr 等芳香族氨基酸殘基的π-π*躍遷引起的[18]。TS 有兩個特征峰分別為290 nm 附近和342 nm 附近，290 nm 處的特征峰可能是由于肉桂酸引起的[19]，342 nm 處的特征峰可能是隱含的類黃酮引起的[20]。在隨著TS 占比的增加，可以在紫外-可見吸收光譜中觀察到三個效應：a.與SHP 的紫外-可見吸收光譜相比，SHP-TS 復合物出現新的吸收峰，表明SHP 與TS 成功復合[21]；b.隨著TS 占比的增加，紫外-可見吸收光譜的吸收強度增加；并出現兩個吸收峰，第一個吸收峰在285 nm 附近，第二個吸收峰在345 nm 附近。第一吸收峰和第二吸收峰由于SHP 的影響出現了輕微的紅移（從285 nm 處移至289.5 nm 處，從340 nm 處移至349 nm 處）。表明TS 的占比會改變SHP 中芳香族氨基酸殘基的微環境和結構，從而影響TS 和SHP 的相互作用[22]；c.SHP-TS 復合物吸收強度的增加，表明SHP 與TS 發生強相互作用，內部的疏水基團或者蛋白質的二級結構暴露于表面[15]。

2.2 SHP-TS 復合物的紅外光譜分析

傅里葉變換紅外光譜是分析蛋白質二級結構的重要手段之一，可用于評估不同質量比中SHP 與TS 之間的相互作用。不同比例的TS 對SHP 結構的影響如圖2 所示，分別在3300～3270 和2930～2933 cm-1處檢測到了振動峰，可能是由于-OH 和C-H的伸縮振動[23]。SHP 的寬吸收峰在3271.94 cm-1代表著-OH 伸縮振動，當SHP 與TS 復合物形成后，-OH 伸縮振動的吸收峰波長發生紅移，從3271.94 cm-1移動至3296.63 cm-1，其可能由于SHP-TS 復合物形成過程存在氫鍵，并且隨著TS 的占比增加，氫鍵強度逐漸增強[24]。Ma 等[7]研究發現，玉米醇溶蛋白與TS 之間存在氫鍵相互作用，TS 與玉米醇溶蛋白復合時同樣會發生吸收峰紅移并伴隨-OH 的伸縮振動，本文的結果與其一致。

圖2 SHP-TS 復合物的FI-TR 譜圖Fig.2 FI-TR spectroscopy of soy hydrolytic peptide-tea saponin complex

利用酰胺Ⅰ帶去卷積可以表征蛋白的二級結構含量變化，結果如表1 所示：與SHP 相比，隨著TS 占比的增加酰胺Ⅰ帶發生顯著變化（P＜0.05），SHP的β-轉角、β-折疊和無規則卷曲的相對含量顯著降低（P＜0.05），α-螺旋相對含量顯著增加（P＜0.05），蛋白質的二級結構主要是由氫鍵維持，隨著TS 的增加，可能破壞了β-折疊和β-轉角之間的氫鍵，導致含量降低，而α-螺旋的結構在穩定狀態下具有更強的動態性和更高的穩定性[25]。

表1 SHP-TS 復合物的二級結構相對含量Table 1 Relative contents of secondary structure of soy hydrolytic peptide-tea saponin complex

2.3 SHP-TS 復合物的熒光光譜分析

熒光光譜是用于表征蛋白質的三級結構和色氨酸殘基所處微環境的變化的重要手段[26]。結果如圖3 所示，SHP 在354.5 nm 處顯示出寬的發射帶。與TS 復合后，最大發射波長也發生了輕微藍移，從354.5 nm 至349 nm，說明SHP 中色氨酸殘基中的吲哚基處于更加疏水的環境中[27]。再者，隨著占比逐漸增加熒光強度逐漸降低，這表示TS 可能在界面處與SHP 發生相互作用，導致了色氨酸殘基的微環境和結構發生了改變[28]。可能由于TS 與SHP 之間形成氫鍵；同時，TS 的芳香環與SHP 的疏水位點之間存在相互作用。因此，氫鍵和疏水作用改變了SHP 的微環境[29]。Yu 等[30]研究了TS 與體外胰脂肪酶的相互作用發現TS 的存在會改變胰脂肪酶色氨酸的微環境，并且會增加胰脂肪酶的疏水性和封閉式的三級結構。與紫外-可見吸收光譜結論一致。

圖3 SHP-TS 復合物的熒光光譜Fig.3 Fluorescence spectroscopy of soy hydrolytic peptide-tea saponin complex

2.4 SHP-TS 復合物的乳化性分析

乳化活性（Emulsifying activity index，EAI）是用于評估蛋白質形成和保持乳液穩定狀態的能力，乳化穩定性（Emulsifying stability index，ESI）反映了乳液抗油滴聚集和分散體在乳液中保持相分離的強度。如圖4 所示，添加TS 后的復合物的EAI 顯高于對照組SHP。隨著TS 的增加，EAI 逐漸增加，當SHP與TS 比例達到1:2 時，EAI 達到最高（36.48 m2/g），可能是對SHP 進行復合處理后，SHP 的分子柔韌性增加[29]，從而提高了乳化活性。然而，隨著TS 的加入，ESI 值均高于對照組SHP，并呈現出先上升后下降的趨勢，當SHP 與TS 比例達到1:1 時達到最高（822.11 min），此時的TS 濃度增加了溶液的乳化活性并使乳液更加穩定，乳液的穩定性可能與較小的液滴粒徑和較低的ζ-電位值有關。SHP 在油滴表面的吸附屬于物理吸附，SHP 的結構及表面疏水性的改變會影響SHP 吸附到油-水表面的能力[31]。此外，SHP 和TS 比例達到峰值時繼續添加TS 會使SHP和TS 處于吸附競爭關系，從而出現液滴聚集和穩定性降低。

圖4 SHP-TS 復合物乳液的乳化活性和乳化穩定性Fig.4 Emulsifying activity and stability of soy hydrolytic peptide-tea saponin complex

2.5 SHP-TS 復合物的DPPH 自由基清除率

DPPH 自由基清除率可以用來確定SHP-TS 復合物的抗氧化能力。如圖5 所示，經過TS 復合后的SHP 比未處理的SHP 具有更高的抗氧化活性。隨著TS 的占比增加，SHP-TS 復合物的DPPH 自由基清除率呈上升趨勢，當SHP 與TS 的比例為1:2時，DPPH 自由基清除率最高（83.49%）。可能是由于TS 含有大量羥基，羥基可以作為供氫體與DPPH自由基結合形成DPPH-H 非自由基形式[7,25]，提高了SHP 的抗氧化性。相似地，Huang 等[16]研究發現添加TS 可以提供更多的氫原子，DPPH 自由基清除率隨著TS 濃度的增加而增強，從而提高了TS 與α-乳清蛋白復合物的抗氧化能力。

圖5 SHP-TS 復合物對DPPH 自由基的清除率Fig.5 DPPH radical scavenging rate of soy hydrolytic peptidetea saponin complex

2.6 SHP-TS 復合物乳液的平均粒徑分析

如圖6 所示，與未處理的SHP 相比，添加TS 的乳液平均粒徑明顯減小，這說明添加TS 的乳液要比未添加的更加穩定。可能由于TS 的分子比蛋白質小，可以快速地附著到油-水界面上并快速形成液滴，從而表現出更好的乳化性能，TS 的加入明顯改變了乳液的穩定性[32]。當SHP 與TS 比例達到1:1時，從208.13 nm 降低至146.63 nm，乳液穩定性高于其他對照組和空白組，與乳化穩定性結論一致。可能由于加入適度的小分子化合物影響了乳液液滴的粒徑[33]。此外，在油量固定的情況下，隨著乳化劑濃度的增加乳液液滴粒徑很大程度上也會受到影響[34]。

圖6 SHP-TS 復合物乳液的平均粒徑Fig.6 Average particle size of soy hydrolytic peptide-tea saponin complex

2.7 SHP-TS 復合物乳液的ζ-電位分析

ζ-電位是用于度量顆粒間的相互吸引和相互排斥的強度，ζ-電位的絕對值越大，體系越穩定。如圖7所示，添加TS 的SHP 乳液的ζ-電位絕對值均顯著大于未處理的SHP 乳液的ζ-電位絕對值（15.13 mV），說明添加TS 的乳液體系具有更強的表面電荷分布，SHP 粒子間靜電斥力越強，ζ-電位絕對值的增加表明蛋白質二級結構發生變化，這與傅里葉紅外變換光譜的結果一致。隨著TS 占比的增加，ζ-電位絕對值變化趨勢為先上升后下降。SHP 與TS 添加比例為1:1 時，ζ-的絕對值最高（37.77 mV），說明乳液SHPTS 1:1 離子靜電斥力較大，體系較為穩定，這也與乳液粒徑結果一致。此外，當TS 占比繼續增加時，乳液SHP-TS 1:2 的ζ-電位絕對值降低，可能是由于過量的TS 分子擴散到SHP 分子的界面孔中，產生競爭性的取代[35]。

圖7 SHP-TS 復合物乳液的ζ-電位Fig.7 ζ-Potential of soy hydrolytic peptide-tea saponin complex

2.8 SHP-TS 復合物乳液的激光共聚焦分析

激光共聚焦顯微鏡可以用來研究不同比例的SHP 與TS 復合物制備的乳液中乳液的顆粒大小、分散情況及乳液中的不穩定現象。如圖8 所示，其中紅色代表油相，綠色代表油滴表面吸附的蛋白質。SHP-TS 復合物穩定的乳液狀態表現為球形液滴。添加TS 的SHP 乳液比未添加TS 的尺寸更小，穩定性更好，液滴聚集情況明顯得到改善。可能是由于添加TS 后，靜電斥力增強；疏水作用是SHP 和TS 之間的主要作用力，從而增加了油體之間的相互排斥[36]。這與乳液平均粒徑、電位和乳液穩定性結果一致。當SHP 與TS 的比例為1:1 時，顯示出更穩定的乳液，沒有明顯的聚集的顆粒，乳液的粒徑也最小，可能是乳液SHP-TS 1:1 可以更好地穩定油-水界面，使得乳液的絮凝得到了良好的改善，阻止了相鄰顆粒之間的聚集。當SHP 與TS 的比例為1:2時，可能是TS 和SHP 在界面處處于競爭狀態，兩種穩定機制不能有效進行，從而增加了凝聚的可能，從而導致乳液的不穩定[37]。

圖8 SHP-TS 復合物乳液的激光共聚焦圖Fig.8 Confocal laser confocal image of soy hydrolytic peptidetea saponin complex

3 結論

本研究表明，在適當的比例下TS 和SHP 有良好的協同作用，在SHP-TS 復合體系中，TS 和SHP發生強相互作用，其中氫鍵占主導地位；隨著TS 的占比增加，芳香族氨基酸殘基所在的微環境和結構發生改變，進一步證明了SHP 與TS 之間存在相互作用。TS 在一定程度上改善了SHP 的抗氧化性和乳化性。當SHP:TS=1:1 時制備出的乳液相較于SHP乳液有更小的平均粒徑，ζ-電位絕對值最大，穩定性最好，分散更均勻，可以作為新型乳化劑應用于食品工業中，進一步拓寬SHP 在食品行業中的應用。