真空蒸發濃縮對香菇汁品質的影響

廖姿瑩，康馨月，馬一鳴，胡國元,2

1.武漢工程大學環境生態與生物工程學院，綠色化工過程教育部重點實驗室（武漢 430205）；2.湖北裕國菇業股份有限公司，湖北省香菇產業技術研究院（隨州 441300）

香菇（Lentinula edodes）味道鮮美，營養豐富，因其含有多種保健功能的營養物質而獲得“蘑菇之王”的美稱[1]。香菇中的營養物質包括生物活性多糖、蛋白質、必需氨基酸等[2]，這些營養物質使香菇具有顯著的特性，如抗癌[3]、抗腫瘤[4]、抗菌[5]、抗病毒[6]、抗氧化[7]等功能。對香菇的開發多集中在香菇多糖的提取上，香菇中的其他營養物質未得到利用。為提升香菇市場的經濟效益，通過將香菇中多種生理活性物質進行科學組合開發，研制出多種香菇復合飲料[8]。生產中可采用熱水提取[9]、超聲輔助[10]或酶輔助[11]等方法得到香菇汁，提供給調配、濃縮、殺菌等步驟，最終得到產品。

多數學者的研究集中在提取、殺菌等步驟，對香菇汁濃縮工藝的報道較為少見。濃縮是液體產品中一種常見技術，可以減少產品體積，從而降低運輸、儲存和包裝的成本[12]，因此研究香菇汁的濃縮工藝對提高經濟效益具有現實意義。常見報道多為果蔬汁的濃縮，濃縮方式有真空蒸發濃縮[13]、冷凍濃縮[14]、膜濃縮[15]等。由于冷凍濃縮及膜濃縮成本較高，真空蒸發濃縮具有成本低、濃縮時間短、濃縮程度深等優勢，被廣泛應用于實際工業生產[16]。因此試驗使用真空蒸發濃縮法對香菇汁進行濃縮，確定濃縮終點后以香菇濃縮汁中的主要成分含量及抗氧化性為指標綜合評價其品質，探究濃縮過程中香菇濃縮汁的品質變化趨勢，為工業化生產提供一定理論依據。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

香菇汁（實驗室采用酶法制備，可溶性固形物含量3 °Brix）；硫酸（西隴科學股份有限公司）；DPPH自由基（上海阿拉丁生化科技股份有限公司）；考馬斯亮藍G-250（生工生物工程股份有限公司）；Tris（德國BioFroxx公司）；苯酚、無水乙醇、硫酸亞鐵、30%過氧化氫、水楊酸、鹽酸、鄰苯三酚（國藥集團化學試劑有限公司）。

1.2 儀器與設備

AL104型電子天平（梅特勒-托利多儀器有限公司）；DK-S24型電熱恒溫水浴鍋（上海精宏實驗設備有限公司）；pHS-25C型酸度計（上海理達儀器廠）；SHZ-DⅢ型循環水式真空泵（鞏義市予華儀器有限責任公司）；T6新世紀型紫外分光光度計（北京普析通用儀器有限責任公司）；LC-NDJ-99T型數顯黏度計、手持式折光儀（上海力辰邦西儀器科技有限公司）；RE-52A型旋轉蒸發器（上海亞榮生化儀器廠）。

1.3 方法

1.3.1 香菇汁濃縮終點的判定

將香菇汁于0.1 MPa、60 ℃條件旋轉蒸發濃縮，得到不同濃縮程度的香菇濃縮汁，使用手持式折光儀測定其可溶性固形物含量，并將其表示為香菇濃縮汁的濃度，每間隔3 °Brix使用黏度計測定香菇濃縮汁的黏度。

1.3.2 真空蒸發濃縮對香菇濃縮汁主要成分的影響

將1.3.1制得的香菇濃縮汁還原至原汁濃度（3 °Brix）后[17]分別測定其總糖含量、總酚含量、總黃酮含量、可溶性蛋白含量、游離氨基酸含量。每個樣品重復3次，結果取平均值。

1.3.3 真空蒸發濃縮對香菇濃縮汁抗氧化性的影響

將1.3.1制得的香菇濃縮汁還原至原汁濃度（3 °Brix）后分別測定其DPPH自由基清除率、羥自由基清除率、超氧陰離子自由基清除率。每個樣品重復評價3次，結果取平均值。

1.3.4 指標測定

1.3.4.1 總糖含量的測定

香菇還原汁中的總糖含量按照GB/T 15672—2009《食用菌中總糖含量的測定》測定。

1.3.4.2 總酚含量的測定

參考魏倩婷[18]的方法并略作修改。準確吸取0，0.2，0.4，0.6，0.8和1.0 mL 0.1 mg/mL沒食子酸溶液于試管中，補加蒸餾水至1.0 mL，加入2.0 mL福林酚試劑和2.0 mL 75 mg/mL的NaCO3溶液，定容至10 mL，搖勻避光顯色2.0 h，于760 nm波長處測定吸光度。以沒食子酸濃度為橫坐標，吸光度為縱坐標繪制標準曲線。按上述步驟測定樣品中總酚的含量。

1.3.4.3 總黃酮含量的測定

參考宋超男[19]的測定方法。準確吸取0，0.1，0.2，0.3，0.4和0.5 mL 0.2 g/L的蘆丁標準液于10 mL容量瓶內，加入4.6 mL 70%的甲醇溶液、0.3 mL 50 g/L的NaNO2溶液，搖勻靜置6 min，再加入0.3 mL 100 g/L的Al(NO3)3溶液，搖勻靜置6 min，最后加入4 mL 40 g/L的NaOH溶液，用蒸餾水定容，靜置15 min，于510 nm波長處測定吸光度。以蘆丁濃度為橫坐標，吸光度為縱坐標繪制標準曲線。按上述步驟測定樣品中總黃酮的含量。

1.3.4.4 可溶性蛋白含量的測定

參考程雅清等[20]的測定方法。準確吸取0，0.2，0.4，0.6，0.8和1.0 mL 100 μg/mL牛血清蛋白溶液于試管中，補加蒸餾水至1.0 mL，混勻后加入5.0 mL考馬斯亮藍溶液，混勻后靜置2 min，于595 nm波長處測定吸光度。以蛋白質濃度為橫坐標，吸光度為縱坐標繪制標準曲線。按上述步驟測定樣品中可溶性蛋白的含量。

1.3.4.5 游離氨基酸含量的測定

參考張璐等[21]的測定方法并略作修改。取5 mL樣品，加入20 mL蒸餾水，用0.1 mol/L的NaOH標準溶液調節pH至8.2，加入10 mL中性甲醛溶液，用NaOH標準溶液調節pH至9.2，記錄加入甲醛后NaOH溶液的消耗量，以等量蒸餾水為空白對照。游離氨基酸含量按式（1）計算。

式中：X為樣品中游離氨基酸含量，g/L；V1為加入甲醛溶液后消耗NaOH溶液體積，mL；V2為空白組加入甲醛溶液后消耗NaOH溶液體積，mL；V3為樣品取用量，mL；C為NaOH標準溶液的濃度，mol/L；14為氮的摩爾質量，g/mol。

1.3.4.6 DPPH自由基清除率的測定

參考李秋陽[22]的測定方法。配制0.2 mmol/L的DPPH溶液。試驗分為樣品組、對照組和空白組，加入稀釋后樣品、DPPH溶液后，用漩渦振蕩器充分混勻，避光反應30 min，在517 nm波長處測定其吸光度。DPPH自由基清除率按式（2）計算。

式中：A樣品為2 mL樣品+2 mL DPPH溶液的吸光度；A對照為2 mL樣品+2 mL無水乙醇的吸光度；A空白為2 mL DPPH溶液+2 mL無水乙醇的吸光度。

1.3.4.7 羥自由基清除率的測定

參考Chen等[23]的測定方法。將樣品稀釋一定倍數，取1 mL稀釋后樣品加入試管中，加入1 mL 6 mmol/L的FeSO4溶液、1 mL 6 mmol/L的H2O2溶液和1 mL 2 mmol/L的水楊酸乙醇溶液充分混勻，37 ℃下避光反應30 min，于510 nm波長處測定吸光度。羥自由基清除率按式（3）計算。

式中：A樣品為1 mL樣品+1 mL FeSO4溶液+1 mL H2O2溶液+1 mL水楊酸乙醇溶液的吸光度；A對照為1 mL樣品+1 mL FeSO4溶液+1 mL H2O2溶液+1 mL無水乙醇的吸光度；A空白為1 mL蒸餾水+1 mL FeSO4溶液+1 mL H2O2溶液+1 mL水楊酸乙醇溶液的吸光度。

1.3.4.8 超氧陰離子自由基清除率的測定

參考顏飛翔等[24]的方法并略作修改。取1.0 mL樣品，加入4.5 mL在25 ℃條件下預熱20 min的50 mmol/L Tris-HCl溶液（pH 8.2），以及0.4 mL 25 mmol/L的鄰苯三酚溶液，混勻，在25 ℃條件下水浴5 min，加入1 mL 8 mol/L的鹽酸溶液，于波長325 nm處測吸光度。超氧陰離子自由基清除率按式（4）計算。

式中：A樣品為1 mL樣品+4.5 mL Tris-HCl溶液+0.4 mL鄰苯三酚溶液+1 mL鹽酸溶液的吸光度；A對照為1 mL樣品+4.5 mL Tris-HCl溶液+0.4 mL蒸餾水+1 mL鹽酸溶液的吸光度；A空白為1 mL蒸餾水+4.5 mL Tris-HCl溶液+0.4 mL鄰苯三酚溶液+1 mL鹽酸溶液的吸光度。

1.3.5 數據處理

使用SPSS 27.0.1軟件對數據變化進行顯著性分析。使用Origin 2021軟件對數據進行統計分析并繪制圖表。

2 結果與分析

2.1 香菇汁濃縮終點及濃度-黏度回歸方程的建立

在工業生產中，香菇濃縮汁濃度較低時，黏度較低，但體積大、易腐敗，儲存成本較高。香菇濃縮汁濃度過高時，產品的流動性較差，導致運輸困難。因此，選擇合適的香菇汁濃縮終點對實際工業生產具有重要意義。

由圖1可看出：香菇汁的黏度隨著濃度的增加而升高，香菇汁濃度小于27 °Brix時，其黏度隨濃度的上升趨勢較為緩慢；濃度超過27 °Brix后，黏度上升趨勢迅速，但濃度達到30 °Brix時其黏度是27 °Brix時的近2倍。顯然，27 °Brix為香菇濃縮汁黏度驟增的突變點，因此香菇汁濃度在27 °Brix時到達濃縮終點。

圖1 香菇汁濃縮過程中的黏度-濃度關系圖

據國外有關文獻報道[25-26]，方程（5）和（6）可表示濃度對黏度的影響。

式中：A、B是常數；C是體系中的濃度，°Brix。

利用式（5）進行擬合，得到的曲線方程為K=6.2936×10-7C5.6668，R2=0.9415。利用式（6）進行擬合，得到的曲線方程為K=0.5407e0.1865C，R2=0.9632。兩個方程擬合的回歸系數R2均接近1，表明這兩種模型表達式均可作為香菇濃縮汁黏度的方程，但方程（6）的回歸系數較大，因此方程（6）能更好反映香菇濃縮汁黏度與濃度的變化關系。

2.2 真空蒸發濃縮對香菇濃縮汁中主要成分的影響

2.2.1 真空蒸發濃縮對香菇濃縮汁中總糖含量的影響

由圖2可知，隨著濃度的增加，還原后的香菇濃縮汁中總糖含量整體呈下降趨勢，這與戴曉晴[27]的研究結果相同。濃度3～12 °Brix時總糖含量無顯著變化；濃度大于12 °Brix時香菇濃縮汁總糖含量逐漸下降。這是由于濃縮過程的熱處理使得香菇濃縮汁中的糖類物質和蛋白質之間發生美拉德反應[16]，生成擬黑素等大分子物質，導致香菇濃縮汁中總糖含量顯著降低。與原汁相比，濃縮終點時香菇濃縮汁總糖損失率為7.82%，如果繼續濃縮至33 °Brix，則總糖損失率為10.61%。

圖2 真空蒸發濃縮對香菇濃縮汁中總糖含量的影響

2.2.2 真空蒸發濃縮對香菇濃縮汁中總酚和總黃酮含量的影響

由圖3可知，隨著濃度的增加，香菇濃縮汁中總酚含量和總黃酮含量均呈下降趨勢，這與馬曉玉[28]的結果相同。由于酚類物質和黃酮類物質均是熱敏性物質[29]，濃縮過程中持續受熱使得香菇濃縮汁中的酚類物質和黃酮類物質分解，導致香菇濃縮汁中的總酚含量和總黃酮含量降低。與原汁相比，濃縮終點時香菇濃縮汁總酚損失率為15.53%，總黃酮損失率為17.92%，若繼續濃縮至33 °Brix，則總酚損失率為25.02%，總黃酮損失率為29.08%。

圖3 真空蒸發濃縮對香菇濃縮汁中總酚和總黃酮含量的影響

2.2.3 真空蒸發濃縮對香菇濃縮汁中可溶性蛋白和游離氨基酸含量的影響

由圖4可知，隨著濃度的增加，香菇濃縮汁中可溶性蛋白含量呈下降趨勢，這與戴曉晴[27]的研究結果相同。可溶性蛋白含量降低的原因：一是部分蛋白質的氨基和糖類物質的羰基發生了美拉德反應[16]；二是考馬斯亮藍所含疏水基團在酸性條件下與蛋白質的疏水微區具有親和力，通過疏水作用與蛋白質相結合，形成的藍色蛋白質-染料復合物，由于受熱導致蛋白質空間結構改變，從而使得染料無法與某些變形的蛋白質結合，進而導致香菇濃縮汁中的可溶性蛋白含量降低。與原汁相比，濃縮終點時香菇濃縮汁中可溶性蛋白損失率為18.21%，若繼續濃縮至33 °Brix，則可溶性蛋白損失率為26.88%。而濃縮過程中游離氨基酸基本無損失。

圖4 真空蒸發濃縮對香菇濃縮汁中可溶性蛋白和游離氨基酸含量的影響

2.3 真空蒸發濃縮對香菇濃縮汁抗氧化性的影響

由圖5可知，隨著濃度的增加，香菇濃縮汁的DPPH自由基清除率、羥自由基清除率、超氧陰離子自由基清除率均呈下降趨勢，原因可能是：濃縮過程中一些活性多糖發生美拉德反應；酚類物質和黃酮類物質受熱分解、活性蛋白受熱變性，這些變化均會導致香菇汁的抗氧化性降低。與原汁相比，濃縮終點時香菇濃縮汁的DPPH自由基清除率降低5.67%，羥自由基清除率降低28.57%，超氧陰離子自由基清除率降低58.47%；若繼續濃縮至33 °Brix，則DPPH自由基清除率降低9.94%，羥自由基清除率降低42.16%，超氧陰離子自由基清除率降低63.38%。

圖5 真空蒸發濃縮對香菇濃縮汁抗氧化性的影響

3 結論

在實際生產過程中，香菇汁濃度較低時其黏度也較低，所用能耗較少，但香菇汁的體積相應也較大，會增加儲存及運輸的成本。但香菇汁濃度過大時，產品黏度較高，流動性較差，也會增加運輸成本，因此，應選擇合適的濃度作為香菇汁的濃縮終點。通過對不同濃度香菇濃縮汁的黏度進行測定，得出隨著濃度的上升，香菇汁黏度也在不斷增加，27 °Brix時黏度驟增，因此27 °Brix為香菇汁的濃縮終點。

濃縮加工對香菇濃縮汁的主要成分產生重要影響，試驗采用真空蒸發濃縮法，由于蒸發過程中的熱效應，香菇濃縮汁中的主要成分含量均有不同程度下降，進而導致香菇濃縮汁的抗氧化性降低。但其中總糖含量僅損失7.82%，游離氨基酸含量基本無損失，說明香菇濃縮汁的重要呈味物質和營養成分均得到較好保留。在香菇濃縮汁的抗氧化性中，DPPH自由基清除率僅降低5.67%，濃縮后仍可達80%以上，說明香菇濃縮汁經過濃縮處理仍具有較高抗氧化性。綜合各指標可得出，香菇濃縮汁的品質得到較好保留，試驗結果可為香菇濃縮汁工業化生產提供一定理論依據。