月桂酰精氨酸乙酯失活單增李斯特菌的機制研究

馮 坤，皇甫露露，劉傳鐸，謝璐遙，相啟森,*

（1.鄭州輕工業大學食品與生物工程學院，河南鄭州 450001；2.河南省冷鏈食品質量安全控制重點實驗室，河南鄭州 450001）

單增李斯特菌（Listeriamonocytogenes）是屬于厚壁菌門李斯特菌屬的革蘭氏陽性短桿菌，是一種能引起人畜共患病的食源性致病菌。L.monocytogenes能夠在低溫、高鹽和低氧等條件下生長，廣泛存在于乳制品、肉和肉制品、水產品等食品中[1-2]。L.monocytogenes具有較強的致病性，可引起動物和人類敗血癥、腦膜炎、流產、圍產期感染和胃腸炎等，造成嚴重的健康危害和經濟損失[3-4]。因此，控制食品加工過程中的L.monocytogenes污染尤為重要。

月桂酰精氨酸乙酯（lauroyl arginate ethyl，LAE）是一種陽離子型表面活性劑，對細菌、霉菌和酵母均具有良好的抗菌活性[5]。研究表明，LAE 具有很高的安全性，在體內可分解為月桂酸、L-精氨酸和乙醇。其中，月桂酸主要存在于天然含飽和脂肪的食物中，在體內可以進入脂肪酸代謝；L-精氨酸可通過尿素循環、三羧酸循環等途徑最終分解為尿素和CO2[6]。2005 年，美國食品藥品監督管理局將LAE 列為一般公認安全的食品添加劑；2011 年，國際食品法典委員會將LAE 列入《食品添加劑通用法典標準》中，不僅可以用于多種食品，還可用于蘑菇、豆類、堅果等生鮮農產品[7]。截至目前，LAE 已被歐盟、加拿大等批準用于調味飲料、沙拉、奶酪和肉制品等的保鮮[8]。研究發現，LAE 能夠有效降低食品表面微生物的數量。例如，與對照組相比，經LAE 處理后，接種于生菜表面的大腸桿菌及雞肉表面的沙門氏菌分別降低了3.5 lg CFU/cm2和1.54 lg CFU/g[9-10]。目前的研究主要集中于LAE 抑菌活性評價及在食品保鮮領域的應用，但對其抑菌機制的研究尚不充分。

因此，本研究通過研究LAE 對L.monocytogenes細胞形態、細胞膜完整性、ATP 水平、細胞膜電位、細胞表面疏水性以及胞內活性氧（reactive oxygen species，ROS）等的影響，闡明LAE 失活L.monocytogenes的作用機制，以期為LAE 在食品保鮮領域的實際應用提供理論依據。

1 材料與方法

1.1 材料與儀器

單增李斯特菌（L.monocytogenesATCC 15313）購自美國標準菌種保藏中心；大豆酪蛋白胨瓊脂培養基（tryptic soy agar，TSA）、大豆酪蛋白胨液體培養基（tryptic soy broth，TSB）北京奧博星生物技術有限責任公司；LAE、乙二胺四乙酸（ethylenediaminetetraacetic acid，EDTA）上海麥克林生化科技有限公司；二甲基亞砜（dimethyl sulfoxide，DMSO）、N-乙酰-L-半胱氨酸（N-acetyl-L-cysteine，NAC）、谷胱甘肽（glutathione，GSH）、十六烷、碘化丙啶（propidium iodide，PI）上海阿拉丁生化科技股份有限公司；雙（1,3-二巴比妥酸）三次甲基氧烯洛爾（（bis-（1,3-dibutylbarbituric acid）pentamethine oxonol），DiBAC4（3））、2,7-二氯熒光素二乙酸酯（2,7-dichlorodi-hydrofluorescein diacetate，DCFH-DA）上海源葉生物科技有限公司。

SW-CJ-1FD 型超凈工作臺 蘇州安泰空氣技術有限公司；5424R 型高速冷凍離心機 德國Eppendorf 公司；THZ-103B 型恒溫培養搖床 上海一恒科學儀器有限公司；Bioscreen C 全自動微生物生長曲線系統 芬蘭Oy Growth Curves Ab 公司；Regulus8100 型高分辨冷場發射掃描電鏡 日本Hitachi 公司；Tecan Spark 20M 型多功能微孔板讀數儀 瑞士Tecan 公司；NanoDrop 2000 型超微量分光光度計 美國Thermo Fisher Scientific 公司；T6 型紫外分光光度計 北京普析通用儀器責任有限公司。

1.2 實驗方法

1.2.1 菌懸液制備 用無菌接種環挑取L.monocytogenes單菌落接種于50 mL 無菌TSB 液體培養基中，并于37 ℃、150 r/min 搖床培養12 h。所得菌液于4 ℃、3500×g 離心5 min，棄上清，收集菌體。隨后用0.85%（w/v）無菌生理鹽水清洗菌體2 次，離心，條件同上。最后，將所得菌體用0.85%無菌生理鹽水重懸后并混勻，調整OD600nm值介于0.20～0.25，制成活菌數約為108CFU/mL 的菌懸液，備用。

1.2.2 LAE 最小抑菌濃度和生長曲線測定 采用微量肉湯二倍稀釋法測定LAE 對L.monocytogenes的最小抑菌濃度（minimum inhibition concentration，MIC）[11]。用TSB 將L.monocytogenes菌懸液稀釋至106CFU/mL，備用。分別取100 μL 不同濃度的LAE 溶液加入到100 孔板中，然后各加入100 μL 菌液，使LAE 的終濃度分別為0.625、1.25、2.5、5、10、20、40 和80 μg/mL 并充分混勻。將培養板置于全自動生長曲線系統并于37 ℃培養24 h，并測定OD600nm。繪制生長曲線，以細菌生長被抑制的最低抑菌濃度作為MIC。在測定MIC 的基礎上，從不同濃度的孔中分別吸取100 μL 的培養液涂布于TSA平板上，并于37 ℃培養24 h 后進行計數，以無菌落的培養基所對應的最低LAE 濃度作為最小殺菌濃度（minimum bactericidal concentration，MBC）。

1.2.3 細胞形態觀察 采用高分辨冷場發射掃描電鏡觀察LAE 處理對L.monocytogenes細胞形態的影響[12]。L.monocytogenes菌懸液經終濃度為4×MIC 的LAE 處理10 min 后，離心收集菌體，并于4 ℃下在戊二醛溶液中固定4 h，收集菌體并清洗3 次；分別用10%～100%（v/v）乙醇溶液逐級洗脫10 min，收集菌體；加入乙酸異戊酯置換乙醇10 min，重復置換2 次，收集菌體滴到硅片上，于室溫下晾干過夜；將干燥好的樣品放至貼有導電膠的載物臺上，并于20 mA 條件下對表面噴金處理40 s，然后采用高分辨冷場發射掃描電鏡對細胞形態進行觀察并拍照，以無菌水處理的L.monocytogenes細胞作為對照組。的DiBAC4（3）溶液（5 μg/mL）和500 μL 的EDTA溶液（8 mmol/L）混合均勻，置于37 ℃避光孵育15 min，離心同上，棄上清。菌體用PBS 洗滌2 次，最后重懸于1 mL PBS 中。采用多功能微孔板讀數儀測定熒光強度，激發波長為488 nm，發射波長為525 nm，以未處理的樣品作為空白對照[15]。DiBAC4（3）相對熒光強度的計算公式如下：

式中：F1為LAE 處理組L.monocytogenes細胞DiBAC4（3）熒光強度；F0為對照組細胞DiBAC4（3）熒光強度。

1.2.4 細胞膜完整性評價

1.2.4.1 細胞膜通透性評價 采用PI 熒光探針評價LAE 處理對L.monocytogenes細胞膜通透性的影響[13]。L.monocytogenes菌懸液分別經終濃度0.5×MIC、1×MIC、2×MIC 和4×MIC 的LAE 處理10 min后，離心收集菌體，并重懸于800 μL 0.85%的無菌生理鹽水中；加入200 μL 的PI 儲備液（15 μmol/L）并混勻，于室溫避光反應10 min，離心同上，棄上清液。菌體用pH7.2 的無菌磷酸鹽緩沖液（sterile phosphate-buffered saline，PBS）洗滌2 次，最后重懸于1 mL PBS 中。采用多功能微孔板讀數儀測定熒光強度，激發波長為485 nm，發射波長為635 nm，以未處理的樣品作為空白對照。PI 相對熒光強度的計算公式如下：

1.2.7 細胞表面疏水性測定 采用微生物黏著碳氫化合物法測定L.monocytogenes細胞表面的疏水性[16]。取3 mL 不同濃度的LAE 溶液與3 mLL.monocytogenes菌懸液等體積混合，使LAE 終濃度分別為0.5×MIC、1×MIC、2×MIC 和4×MIC，于37 ℃水浴鍋中孵育10 min 后，用分光光度計測量其600 nm 處的吸光度（記為A0）；隨后取3 mL 上述菌液與400 μL 十六烷混合，渦旋振蕩2 min，靜置15 min 后取下層水相測量其OD600nm值（記為A1），對照組為無菌水。用十六烷對細胞吸附率表示L.monocytogenes細胞表面疏水性，計算公式如下：

1.2.8 LAE 誘導L.monocytogenes氧化應激作用評價

式中：F1為LAE 處理組L.monocytogenes細胞PI 熒光強度；F0為對照組細胞PI 熒光強度。

1.2.4.2 胞外核酸和蛋白質水平測定 參考王博華等[14]的方法測定LAE 處理對L.monocytogenes胞外核酸和蛋白質水平的影響。L.monocytogenes菌懸液分別經終濃度為0.5×MIC、1×MIC、2×MIC 和4×MIC 的LAE 處理10 min 后，于4 ℃、12000×g離心2 min，采用超微量分光光度計測定上清液中核酸（260 nm）和蛋白質（280 nm）水平。

1.2.5 胞內ATP 水平測定 采用ATP 檢測試劑盒測定經不同濃度LAE（終濃度為0.5×MIC、1×MIC、2×MIC 和4×MIC）處理10 min 后L.monocytogenes細胞內ATP 水平，結果用相對發光單位（relative light unit，RLU）表示。

1.2.6 細胞膜電位測定L.monocytogenes菌懸液分別經不同濃度的LAE（終濃度為0.5×MIC、1×MIC、2×MIC 和4×MIC）處理10 min 后，于4 ℃、12000×g 離心2 min，收集菌體。所得菌體與500 μL

1.2.8.1 細胞內活性氧水平測定 采用ROS 檢測試劑盒測定LAE 對L.monocytogenes細胞內ROS 水平的影響[17]。L.monocytogenes菌懸液分別經不同濃度的LAE（終濃度為0.5×MIC、1×MIC、2×MIC和4×MIC）處理10 min 后，于4 ℃、12000×g 離心2 min，收集菌體。然后加入DCFH-DA 儲備液（終濃度為50 μmol/L），并于37 ℃避光培養30 min，菌體用PBS 洗滌2 次，最后重懸于1 mL PBS 中。采用多功能微孔板讀數儀測定熒光強度，激發波長為488 nm，發射波長為525 nm，以未處理的樣品作為對照組。DCF 相對熒光強度的計算公式如下：

式中：F1為LAE 處理組L.monocytogenes細胞DCF 熒光強度；F0為對照組細胞DCF 熒光強度。

1.2.8.2 抗氧化劑對LAE 失活L.monocytogenes效果的影響 通過添加GSH 或NAC，評價ROS 在LAE失活L.monocytogenes細胞中的作用[8]。L.monocytogenes菌懸液分別經LAE、GSH、NAC、LAE+GSH或LAE+NAC 處理10 min，LAE、GSH 和NAC 的終濃度分別為4×MIC、8 mmol/L 和4 mmol/L。經生理鹽水梯度稀釋后，吸取100 μL 稀釋液均勻涂布于TSA 平板，并于37 ℃培養48 h 后進行菌落計數，結果表示為lg CFU/mL。

1.3 數據處理

每個處理均3 個重復組，結果表示為平均值±標準差（Standard deviation，SD）。采用SPSS 21.0（Version 21.0,IBM 公司）進行單因素方差分析（oneway ANOVA），各組間采用LSD 多重比較進行差異顯著性分析，P<0.05 表示具有顯著性差異。采用Prism 軟件（Graphpad 8.0）繪圖。

2 結果與分析

2.1 LAE 處理對L.monocytogenes 的抑制作用

首先采用微量肉湯二倍稀釋法測得LAE 對L.monocytogenes的MIC 為10 μg/mL，MBC 為20 μg/mL。不同濃度LAE 對L.monocytogenes生長的影響見圖1。

圖1 LAE 對L.monocytogenes 的抑菌曲線Fig.1 Antibacterial curves of LAE against L.monocytogenes

由圖1 可知，培養24 h 后，對照組樣品的OD600nm值由初始的0.093 升高至0.520；與對照組相比，當LAE 濃度為0.5×MIC 時，處理組樣品OD600nm下降至0.454，表明LAE 能夠抑制L.monocytogenes的增殖。當LAE 濃度為1×MIC、2×MIC 和4×MIC時，菌液OD600nm值未發生明顯升高，說明濃度大于1×MIC 的LAE 能夠完全抑制L.monocytogenes的生長。以上結果表明，LAE 對L.monocytogenes具有良好的抑制作用。

2.2 LAE 處理對L.monocytogenes 細胞形態的影響

采用場發射掃描電鏡評價LAE 處理對L.monocytogenes細胞形態的影響，結果見圖2。

圖2 LAE 對L.monocytogenes 細胞形態的影響Fig.2 Effects of LAE on the morphology of L.monocytogenes cells

如圖2a 所示，對照組L.monocytogenes細胞形態正常，表面較為平整光滑；經終濃度為4×MIC 的LAE 處理10 min 后，L.monocytogenes細胞表面變得粗糙，皺縮現象明顯，部分細胞甚至出現孔洞和塌陷等變化，并且部分細胞表面附著有堆積物且菌體之間發生粘連（圖2b），這可能與胞內物質泄漏有關。與本研究結果類似，Becerril 等[18]研究發現，經濃度為25 μg/mL 的LAE 處理5 min 后，大腸桿菌O157:H7 細胞表面發生皺縮，細胞膜上存在明顯的破裂和孔洞。上述結果表明，LAE 處理能夠改變L.monocytogenes細胞形態，破壞細胞膜的結構和功能，進而抑制菌體正常生長甚至導致其失活。

2.3 LAE 處理對L.monocytogenes 細胞膜完整性的影響

細胞膜為細菌提供了適合生存的穩定內環境。當細菌細胞膜通透性遭到損傷時，微生物的正常代謝和能量轉換會受到干擾[19]。PI 是一種帶正電荷的疏水性核酸染料，只能進入細胞膜發生損傷的細胞，并與核酸結合后產生紅色熒光[20-21]。如圖3a 所示，與對照組相比，經終濃度為0.5 至4×MIC 的LAE 處理10 min 后，L.monocytogenes細胞中PI 熒光強度分別升高了0.06、0.94、19.86 和26.14 倍（P<0.05）。上述結果表明LAE 處理破壞了L.monocytogenes的細胞膜完整性。

圖3 LAE 濃度對L.monocytogenes 細胞膜完整性的影響Fig.3 Effects of LAE concentration on the membrane integrity of L.monocytogenes cells

為進一步探討LAE 對L.monocytogenes對細胞膜完整性的影響，研究了LAE 處理后L.monocytogenes胞外核酸和蛋白質水平的變化情況。核酸、蛋白質等大分子物質是細胞的重要組成成分，參與調控微生物生長、繁殖、遺傳和代謝等生命活動[22]。當細菌細胞膜受到損傷時，胞內的核酸、蛋白質等生物大分子會泄漏到細胞外。因此，可通過檢測上清液中核酸和蛋白質的水平來判斷細胞膜的損傷情況。如圖3b 和圖3c 所示，與對照組相比，L.monocytogenes胞外核酸和蛋白質水平隨LAE 處理濃度的增加而顯著升高（P<0.05）。經終濃度為0.5×MIC、1×MIC、2×MIC 和4×MIC 的LAE 處理10 min 后，L.monocytogenes胞外核酸水平分別升高了0.21、0.85、1.10 和1.64 倍（P<0.05），胞外蛋白質水平分別升高了6.15、9.12、12.03 和15.39 倍（P<0.05）。類似地，Xu 等[23]研究發現，經終濃度為1 至4×MIC的LAE 處理24 h 后，果膠桿菌胞外核酸和胞外蛋白質水平均顯著升高。綜上所述，LAE 處理能夠損傷L.monocytogenes細胞膜，增強細胞膜通透性，造成核酸和蛋白質等胞內物質泄漏到細胞外，進而影響細胞正常代謝，最終導致菌體死亡。

2.4 LAE 處理對L.monocytogenes 細胞內ATP 水平的影響

ATP 可維持細菌的正常能量代謝，參與能量轉換、營養輸送及大分子合成等生理代謝活動[24]。當細胞受到外界刺激時，胞內ATP 水平會隨之變化，進而影響其正常代謝活動[25]。LAE 處理對L.monocytogenes細胞內ATP 水平的影響見圖4。

圖4 LAE 濃度對L.monocytogenes 細胞內ATP水平的影響Fig.4 Effects of LAE concentration on the intracellular ATP level of L.monocytogenes cells

由圖4 可知，LAE 處理后L.monocytogenes細胞內的ATP 化學發光強度顯著降低。經終濃度為0.5×MIC、1×MIC、2×MIC 和4×MIC 的LAE 處理10 min 后，L.monocytogenes胞內ATP 化學發光強度較對照組分別降低了16.52%、21.55%、84.68%和92.40%（P<0.05）。Lin 等[26]研究發現，與對照組相比，經抗菌劑ε-聚賴氨酸處理后，L.monocytogenes細胞內ATP 化學發光強度發生明顯下降，這可能是由于ε-聚賴氨酸破壞了L.monocytogenes細胞膜結構，促使細胞破裂和崩解，導致細胞內ATP 泄漏。研究表明，胞內ATP 水平的降低可能與ATP 合成速率降低、ATP 水解速率升高、細胞膜通透性增強等有關[27]。因此，LAE 可能通過影響胞內ATP 合成和水解速率、提高細胞膜通透性等途徑降低胞內ATP 水平，最終導致L.monocytogenes死亡。

2.5 LAE 處理對L.monocytogenes 細胞膜電位的影響

細胞膜電位是由細胞內外不同濃度離子產生的電勢差，參與并調節細菌跨膜運輸、細胞分裂和ATP 合成等多種生理功能[28]。正常細胞的膜電位是呈現內負外正的狀態，當微生物受到刺激時會引發Na+迅速內流，使細胞膜內負電荷減少，進而使膜電位變為內正外負，此過程被稱為細胞膜的去極化[29]。DiBAC4（3）常用于檢測細胞膜電位變化的親脂性陰離子熒光染料。DiBAC4（3）進入去極化細胞后，會與細胞內脂質成分結合，從而使胞內熒光強度增強[28]。采用DiBAC4（3）熒光探針評價LAE 處理對L.monocytogenes細胞膜電位的影響，結果見圖5。

圖5 LAE 濃度對L.monocytogenes 細胞膜電位的影響Fig.5 Effects of LAE concentration on the membrane potential of L.monocytogenes cells

由圖5 可知，L.monocytogenes經LAE 處理后，其細胞內DiBAC4（3）相對熒光強度隨LAE 添加濃度的升高而逐漸增強（P<0.05），說明細胞膜電位發生去極化。該結果與細胞膜通透性的變化趨勢相一致。研究表明，細胞膜發生去極化會影響胞內K+、Na+、Ca2+等的離子通道，進而導致細菌細胞膜內外電勢差增加，對細胞造成不可逆的損傷，最終誘導細胞死亡[25,30-31]。綜上所述，細胞膜可能是LAE 失活L.monocytogenes的主要作用靶點。

2.6 LAE 處理對L.monocytogenes 細胞表面疏水性的影響

細胞表面疏水性是決定細菌非特異性黏附到其他物質及界面的影響因素，也影響細菌對營養物質的吸收及其生長代謝過程等[16]。通過研究十六烷對L.monocytogenes細胞吸附率的變化評價LAE 處理對L.monocytogenes細胞表面疏水性的影響，結果見圖6。

圖6 LAE 濃度對L.monocytogenes 細胞表面疏水性的影響Fig.6 Effects of LAE concentration on the surface hydrophobicity of L.monocytogenes cells

由圖6 可知，經不同濃度LAE 處理10 min 后，對照組中十六烷對L.monocytogenes細胞吸附率僅為30.55%，而終濃度為0.5×MIC、1×MIC、2×MIC和4×MIC 的LAE 處理組分別為38.62%、51.67%、56.85%和61.94%。以上結果說明經LAE 處理后，L.monocytogenes細胞表面疏水性明顯升高（P<0.05）。蔣思雨等[32]研究發現LAE 能夠明顯增強大腸桿菌的細胞表面疏水性。LAE 具有兩親性，其結構中的L-精氨酸側鏈上因存在有帶正電荷的胍基使其具有親水性，而月桂酸中的十二烷脂肪鏈烴使其具有疏水性。推測LAE 分子首先以帶正電荷的胍基與細菌表面帶負電荷的基團相接觸，然后其疏水性的十二烷脂肪鏈烴尾部附著于細菌表面，因此使細胞表面的疏水性提高[32]。此外，Liu 等[33]發現二氫楊梅素對副溶血弧菌的殺菌效果與細菌表面疏水性增加成正相關，其表面疏水性影響抑菌效果。綜上所述，LAE 處理能夠提高L.monocytogenes細胞表面疏水性，使細菌更容易粘附于疏水性物質表面。因此，在今后的研究中，可將LAE 應用于高水分食品（如肉制品、水產品、乳制品等）以抑制食品表面微生物的附著。

2.7 LAE 處理誘導L.monocytogenes 發生氧化應激

ROS 是細胞進行正常有氧代謝的副產物，參與細胞信號傳導并維持細胞的正常生理活性。胞內ROS 過度積累會造成細胞發生氧化損傷甚至死亡[34]。因此，測定胞內ROS 水平變化是評價細胞發生氧化應激現象的重要手段。DCFH-DA 是一種常用于評價胞內ROS 水平的探針。DCFH-DA 本身不會產生熒光，當進入細胞后，可以被胞內的酯酶水解生成2',7'-二氯二氫熒光素（dichlorodihydrofluorescein，DCFH），而DCFH 能夠被胞內ROS 快速氧化生成有綠色熒光的2',7'-二氯熒光素（2',7'-dichlorofluorescein，DCF）[35-36]。采用DCFH-DA 探針評價LAE 處理對L.monocytogenes胞內ROS 水平的影響。如圖7a 所示，LAE 處理組L.monocytogenes細胞內DCF 相對熒光強度隨其添加濃度的升高而顯著增強（P<0.05）。與對照組相比，經終濃度為0.5×MIC、1×MIC、2×MIC 和4×MIC 的LAE 處理10 min后，L.monocytogenes細胞內DCF 相對熒光強度分別升高了31.82%、46.97%、63.64%和77.27%（P<0.05）。Zhao 等[6]也發現，經終濃度為10～50 μg/mL 的LAE處理10 min 后，大腸桿菌O157:H7 胞內DCF 熒光強度較對照組提高111.1%～214.9%。

圖7 ROS 在LAE 誘導L.monocytogenes 細胞失活中的作用Fig.7 Effects of ROS in LAE-induced inactivation of L.monocytogenes cells

為進一步揭示氧化應激在LAE 失活L.monocytogenes中的作用，評價添加外源性抗氧化劑GSH和NAC 對LAE 失活L.monocytogenes效果的影響[6,37]。如圖7b 所示，經終濃度為4×MIC 的LAE處理10 min 后，L.monocytogenes由初始的7.75 lg CFU/mL 降低至2.53 lg CFU/mL；與對照組相比，經終濃度分別為8 mmol/L 的GSH 或4 mmol/L 的NAC 處 理10 min 后，L.monocytogenes未發生顯著變化（P>0.05）。與LAE 單獨處理組相比，在GSH或NAC 存在下，LAE（終濃度為4×MIC）對L.monocytogenes的殺滅效果顯著降低（P<0.05）。上述結果與Zhao 等[6]的報道一致，其研究發現經50 μg/mL 的LAE 處理10 min 后，大腸桿菌O157：H7數量降低了約4.4 lg CFU/mL，而當抗氧化劑抗壞血酸存在時，大腸桿菌O157：H7細胞與初始值未發生顯著變化（P>0.05）。綜上所述，LAE 處理誘導了L.monocytogenes細胞中ROS 的積累，并引發氧化應激反應，進而造成脂質、蛋白質和核酸等胞內物質發生氧化損傷，最終造成細胞死亡。

3 結論

本研究從細胞水平上探討了LAE 失活L.monocytogenes的作用機制。結果表明，LAE 處理能夠有效失活L.monocytogenes，且失活效果隨LAE添加濃度的升高而增強。研究發現，LAE 可能是通過改變L.monocytogenes細胞形態、提高細胞膜通透性、降低胞內ATP 水平、促進細胞膜去極化、提高細胞表面疏水性和誘導細胞氧化應激等途徑來發揮其抑菌作用。在今后的研究中，應綜合運用代謝組學、蛋白質組學、轉錄組學等方法深入闡釋LAE 失活食源性病原菌的分子機制，系統評價LAE 對果蔬、肉制品、水產品等食品營養和感官品質的影響，推動LAE 在食品保鮮領域的實際應用。

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