葡萄酒病害相關酵母的分離與鑒定

張 眾，顧沛雯，張軍翔，*，金 剛

（1.寧夏大學 農學院，寧夏 銀川 750021；2.寧夏大學 葡萄酒學院，寧夏 銀川 750021）

葡萄酒病害相關酵母的分離與鑒定

張 眾1，顧沛雯1，張軍翔1，2*，金 剛2

（1.寧夏大學 農學院，寧夏 銀川 750021；2.寧夏大學 葡萄酒學院，寧夏 銀川 750021）

利用3種培養基和3種分離方法，從賀蘭山東麓葡萄酒產區發生葡萄酒病害的5款酒樣中分離獲得23株酵母菌株。經形態學鑒定，初步將所分離的酵母菌歸為4種培養類型；26S rDNA D1/D2區序列分析結果表明，4種培養類型的酵母分屬于3個屬3個種，分別為釀酒酵母（Saccharomyces cerevisiae）、葡萄汁有孢漢遜酵母（Hanseniaspora uvarum）和乳酪隱球酵母（Cryptococcus friedmannii）。

葡萄酒病害；酵母菌；形態學鑒定；26S rDNA D1/D2

葡萄酒的釀造離不開微生物的作用，但葡萄酒中有些微生物的活動也可能導致葡萄酒病害的發生[1]。醋酸菌、乳酸菌、酵母菌和霉菌等都能引發葡萄酒的微生物病害[2]。其中酵母菌既可以發酵葡萄（汁），在控制不當的情況下又可能給葡萄酒或發酵汁帶來一系列問題，從而引發葡萄酒的酵母病害[3]。如酒香酵母（Brettanomyces）能夠產生大量的揮發性酚類物質，給葡萄酒帶來類似于馬廄味的異味[3]；接合酵母（Zygosaccharomyces）的生長容易使葡萄酒變渾濁或產生沉淀[3]；酵母屬（Saccharomyces）或類酵母（Saccharomycodes）都能利用酒中的殘糖引起裝瓶酒的再發酵[4]，使酒體變渾濁，甚至有瓶塞沖出或酒瓶爆炸的危險。

寧夏賀蘭山東麓葡萄酒產區是中國優質的葡萄酒產地，擁有著先進的葡萄栽培技術和葡萄酒釀造技術，但在葡萄酒微生物病害和致病微生物的分離鑒定等方面的研究報道較少，相關研究多集中于釀酒微生物的多樣性分析與菌種選育等領域[5-8]。本研究利用3種培養基和3種分離方法，從取自于賀蘭山東麓產區的5款發生葡萄酒病害的酒樣中分離酵母，并利用形態學和分子生物學相結合的方法進行菌種鑒定，以便為實際生產中葡萄酒酵母病害的診斷和預防提供依據。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

1.1.1 酒樣

從賀蘭山東麓產區共收集到5款產生葡萄酒病害的酒樣，其癥狀表述見表1。

表1 產生葡萄酒病害的酒樣特征Table 1 Symptoms of spoiled wine samples

1.1.2 培養基

馬鈴薯葡萄糖瓊脂（potatodextroseagar，PDA）培養基：北京陸橋技術有限責任公司；酵母浸出粉胨葡萄糖（yeast peptone dextrose，YPD）瓊脂培養基、孟加拉紅培養基、WL營養瓊脂培養基：青島高科園海博生物技術有限公司。

1.1.3 試劑

Biospin真菌基因組DNA提取試劑盒：杭州博日科技有限公司；2×EcoTaqPCR SuperMix（+dye）、10 000×GelStain核酸染料：北京全式金生物技術有限公司。

1.2 儀器與設備

MJX-100B-Z型霉菌培養箱：上海博訊實業有限公司醫療設備廠；OLYMPUS顯微鏡：奧林巴斯（中國）有限公司；BIO-RAD聚合酶鏈反應（polymerase chain reaction，PCR）擴增儀：時代聯想生物科技有限公司；DYY-6C型電泳儀：北京市六一儀器廠；c200凝膠成像系統、SIGMA小型臺式離心機：北京元業伯樂科技發展有限公司。

1.3 方法

1.3.1 接種液的稀釋

無菌條件下采集酒樣25 mL于滅菌的試管中（標記為樣品100）。吸取2.5 mL樣品100加入裝有22.5 mL的無菌蒸餾水的試管中，混勻，制成10-1稀釋樣。按照此方法制成10-1～10-6共6個濃度梯度的稀釋樣。

1.3.2 培養基的篩選

根據各個酒樣適當的稀釋倍數，在制備好的YPD平板、PDA平板以及孟加拉紅平板上分別接種5個酒樣，重復3次，25～26℃培養7～10 d（因酒樣A1中可能存在酒香酵母，故需要培養7 d以上[9]），觀察并計數菌落數。

1.3.3 接種方法的比較

采用稀釋涂布法[10]、傾注平板法[10]和劃線法[10]3種方法，對適當稀釋倍數的酒樣進行接種，重復3次，25～26℃培養5～7 d，觀察并計數菌落數。具體如下：

稀釋涂布法：吸取0.1 mL稀釋液點樣在平板上，用涂布棒涂布均勻，培養，計數。

傾注平板法：吸取1 mL稀釋液于培養皿，待滅菌培養基冷卻至45～50℃時，倒入平板，輕輕晃動，待培養基凝固，培養，計數。

劃線法：將培養基平板分成1/2、1/4、1/4的3個區，用接種環蘸取1環接種液，先“S”形劃線在第1區（1/2），火焰燈滅菌接種環，再從第1區拉線“S”形劃線在第2區（1/4），如此，直至劃完第3區（1/4），培養，計數第3區菌落數。

1.3.4 菌種純化

在3種不同的培養基平板上，選取所有不同培養特征的酵母菌菌落，共23個，用接種環從菌落邊緣挑取少許酵母菌，直接劃線接種在YPD培養基上，25～26℃培養5～7 d后，再用相同方法挑取單菌落邊緣，劃線，培養，純化3次后，單菌落用于鑒定。

1.3.5 形態學鑒定

將分離純化的酵母劃線接種于WL培養基上，25～26℃培養5～7 d。通過觀察WL培養基上酵母菌落的顏色及形態特征，結合顯微鏡下酵母細胞的形態特征與生殖方式類型，對篩選的酵母菌株進行形態學的鑒定[8]。根據形態學的初步鑒定結果，合并菌落特征和細胞特征相同的類型，從每一種類型選取代表性菌株，共11株，進行后續的分子生物學鑒定。

1.3.6 分子生物學鑒定

酵母26SrDNAD1/D2區擴增正反向引物序列為[11]：NL1（正向引物）：（5′-GCATATCAATAAGCGGAGGAAAAG-3′）；NL4（反向引物）：（5′-GGTCCGTGTTTCAAGACGG-3′）。

反應體系：10ng/μL～1μg/μL模板DNA2μL；10μmol/L NL1和NL4各1 μL；2×EcoTaqPCR SuperMix（+dye）25 μL；最后添加ddH2O定容至50 μL。PCR擴增反應程序：95℃預變性5 min；94℃變性1 min，55℃退火1 min，72℃延伸1 min 20 s，循環36次；72℃延伸8 min。取3 μL 上樣液點樣于1%的瓊脂糖凝膠（1×TAE緩沖液，提前加入10 000×GelStain核酸染料），在120 V電壓條件下電泳，電泳結果在C200凝膠成像儀下觀察并拍照。PCR產物送往武漢昆泰銳生物技術有限責任公司進行純化和測序。

登錄http：//blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi進行同源序列搜索，運用Sequin軟件向Genbank提交序列。將11組供試菌株序列和下載的模式菌株序列用ClustalX2.0軟件進行序列比對，以假絲酵母屬的Candida zemplinina的26SrDNA D1/D2區序列為外群，用MEGA4.1軟件運用鄰接（Neighbor-Joining，N-J）法構建系統發育樹，其中Boostrap值的計算根據1 000次隨機抽樣進行。

2 結果與分析

2.1 培養基的篩選

按照各酒樣合適的稀釋倍數，在YPD培養基、PDA培養基以及孟加拉紅培養基上接種酒樣，培養結果見表2。

表2 3種培養基的培養結果Table 2 Culture results of 3 types of culture mediums

續表

由表2可知，平板1#、3#、4#、6#、7#、9#、10#、12#、13#、15#上菌落的出現時間早于平板2#、5#、8#、11#、14#。同一酒樣的相同稀釋倍數的接種液，平板1#、4#、7#、10#、13#上出現的菌落數最多，說明相比于其他兩種培養基，使用YPD培養基可以從病害葡萄酒中分離得到更多的酵母菌。平板11#上發現霉菌污染，平板3#、6#、9#、12#、15#上的菌落均被染色（對于計數影響不大，但是影響菌落觀察）。綜上，YPD培養基為本實驗培養酵母的最佳培養基。

2.2 分離方法的比較

用稀釋涂布法、傾注平板法和劃線法3種方法接種A1、A2和B1 3個酒樣于YPD培養基，培養結果見表3。

表3 3種分離方法的培養結果Table 3 Culture results of 3 isolation methods

由表3可知，平板21#、24#、27#上的菌落數均與真實值差距較大，其中，平板21#、27#上都未培養出菌落。這是由于使用劃線法接種時，接種環蘸取接種液的量較少，而酒樣中酵母含量低，所以酵母的接種量不能夠得到保證。稀釋涂布法相對于傾注平板法，更易形成均勻分布的單菌落，方便計數；平板19#、22#、25#上的菌落數分別多于平板20#、23#、26#，表明稀釋涂布法比傾注平板法的培養結果更接近于真實值。綜上，稀釋涂布法為本實驗最為理想的酒樣中酵母的分離方法。

2.3 形態學鑒定結果

通過WL培養基的培養，對照顯微鏡下酵母細胞的形態特征與生殖類型，合并菌落特征和細胞特征相同的菌株，將23株酵母菌株初步分成4種類型，結果見表4。將表4的描述與張春芝等[8，12]的研究進行對比，可以初步認為，類型Ⅰ是釀酒酵母（Saccharomyces cerevisiae），類型Ⅱ是葡萄汁有孢漢遜酵母（Hanseniaspora uvarum），而類型Ⅲ和類型Ⅳ均未確定種。

表4 WL培養基上酵母菌落特征和顯微鏡下酵母細胞特征的描述Table 4 Characteristic description of yeast colonies on WL culture medium and yeast cells under microscope

2.4 PCR擴增與測序結果

從每一種類型選取代表性菌株，共11株，進行分子生物學鑒定。11株代表性菌株PCR產物的電泳檢測見圖1。其中來自于類型Ⅰ的有：菌株A103、A104、A201、A304、B101；來自于類型Ⅱ的有：菌株B103、B201、B205；來自于類型Ⅲ的是菌株A303；來自于類型Ⅳ的有：菌株A202、A301。

圖1 供試菌株26S rDNA D1/D2區PCR擴增結果Fig.1 Results of PCR amplification for 26S r DNA D1/D2 domain of tested strains

由圖1可知，11株酵母菌株的擴增條帶均非常明顯，26S rDNA D1/D2區基因序列大小均落在570 bp左右，與目標片段大小相符，可以進行測序。

經BLAST分析及序列相似性比較，Genbank中與供試菌株26S rDNA D1/D2區基因序列相似性最高的相關模式菌株見表5。由表5可知，供試菌株與模式菌株的26S rDNA D1/D2區基因相似性均介于99%～100%，符合同種內不同菌株間該區間基因差異不超過1%的標準[13-14]。分子生物學鑒定結果表明，類型Ⅰ是釀酒酵母（Saccharomycescerevisiae），類型Ⅱ是葡萄汁有孢漢遜酵母（Hanseniaspora uvarum），類型Ⅲ是乳酪隱球酵母（Cryptococcus friedmannii），類型Ⅳ為釀酒酵母（Saccharomyces cerevisiae）。

表5 11株供試菌株與相應模式菌株的序列比對Table 5 Sequence comparison of 11 tested strains and corresponding type strains

2.5 系統發育分析

利用Mega4.1軟件構建的系統發育樹見圖2。由圖2可以看出，系統發育樹的聚類結果與序列比對結果相一致，所有供試菌株均與其相應模式菌株聚為一枝，11株供試菌株共聚為2大主枝3個分枝。其中釀酒酵母（Saccharomyces cerevisiae）與葡萄汁有孢漢遜酵母（Hanseniaspora uvarum）聚在一個主枝上，其bootstrap支持率為99%，具有很高的同源性。綜上，11株代表菌株分別歸屬于已知的3個不同的酵母屬和3個不同的酵母菌種群。

圖2 11株供試菌株基于26S rDNA D1/D2區序列的系統發育樹Fig.2 Phylogenetic tree of 11 tested strains based on 26S rDNA D1/D2 domain gene

2.6 討論

CAVAZZA A等[15]發現，可以使用WL培養基來區分葡萄酒相關酵母的種類；ROMANCINO D P等[16]用WL培養基對意大利西西里島染菌葡萄醪中分離的酵母菌進行了形態學的鑒定，效果明顯。本實驗在鑒定酵母菌種的過程中，首先使用WL培養基進行酵母菌落的分類，并配合酵母細胞光學顯微鏡觀察進行形態學鑒定，共歸為4種類型，再從每一種類型挑選代表性菌株（共11株）進行分子生物學鑒定。此方法不需要對全部菌株都進行基因片段的PCR擴增和測序，因此具有一定的實用性。

葡萄酒裝瓶以后，釀酒酵母（Saccharomycescerevisiae）能夠利用殘糖再次啟動發酵[4]。因此，為防止殘糖含量高的葡萄酒裝瓶后再發酵，灌裝之前要對葡萄酒進行嚴格的除菌處理。ROJAS V等[17-18]的研究表明，葡萄汁有孢漢遜酵母（Hanseniaspora uvarum）能夠產生乙酸乙酯從而影響葡萄酒的風味。因此，在接種發酵啟動后，要盡快促使釀酒酵母占據優勢，并合理使用SO2控制部分野生酵母的數量。一些隱球酵母屬（Cryptococcus）酵母也屬于葡萄酒敗壞性酵母[19-20]，能夠使葡萄酒變黏稠[4]。本實驗從一款有焦化味并且酒液黏稠的葡萄酒樣品中分離獲得了乳酪隱球酵母（Cryptococcus friedmannii），而王曉昌等[12，21-22]均未從賀蘭山東麓葡萄酒產區分離出該種酵母。因此，本實驗發現的乳酪隱球酵母（Cryptococcus friedmannii）具有一定的研究價值。

3 結論

本實驗從賀蘭山東麓產區發生葡萄酒病害的5款酒樣中共分離鑒定出3種酵母：釀酒酵母（Saccharomyces cerevisiae）、葡萄汁有孢漢遜酵母（Hanseniaspora uvarum）和乳酪隱球酵母（Cryptococcus friedmannii）。所使用的3種分離方法和3種培養基中，采用稀釋涂布法在YPD固體培養基上接種適當稀釋濃度的酒樣，于25～26℃條件下培養5～7d進行活菌計數效果最佳。結合使用WL培養基與細胞顯微鏡觀察的形態學分類方法和26S rDNA D1/D2區序列分析的分子生物學方法來鑒定酵母菌種，結果可信度高。

[1]楊潞芳，郭紅珍.葡萄酒釀造中的微生物及現代科學技術的應用和展望[J].山西食品工業，2003（1）：26-28.

[2]李 棟.葡萄酒有害微生物的篩選鑒定及拜耳接合酵母培養條件的優化與應用[D].烏魯木齊：新疆農業大學，2014.

[3]RODRIGUEZ S B,THORNTON M A,THORNTON R J.Raman spectroscopy and chemometrics for identification and strain discrimination of the wine spoilage yeastsSaccharomyces cerevisiae,Zygosaccharomyces bailii,andBrettanomycesbruxellensis[J].Appl Environ Microbiol,2013,79(20):6264-6270.

[4]張春暉，李 華.葡萄酒微生物學[M].西安：陜西人民出版社，2003：11-17.

[5]王衛國，胡曉偉.葡萄酒中多酚及多酚氧化酶研究現狀與展望[J].中國釀造，2017，36（8）：16-19.

[6]高曉航，李雪雁，孫春麗.賀蘭山東麓葡萄酒產區釀酒酵母的分離及其主要特性研究[J].食品與發酵工業，2016，42（6）：62-66.

[7]王志恒，劉雅琴，馮翠娥，等.賀蘭山東麓葡萄酒產區酵母生物多樣性研究進展[J].現代農業科技，2016，45（22）：253-254，256.

[8]張春芝，莫寅斌.寧夏產區釀酒葡萄酵母菌初步分類鑒定及多樣性研究[J].中國釀造，2014，33（10）：49-54.

[9]曹培鑫，馬 濤，楊凱迪，等.我國葡萄酒中布魯塞爾酒香酵母的檢測和鑒定[J].食品科學，2015，36（23）：172-177.

[10]王 華.葡萄酒分析檢驗[M].北京：中國農業出版社，2011：37-41.

[11]任曉鏷，李明楊，陳勝慧子，等.慕薩萊思中乳酸菌分離及混菌培養對釀酒酵母乙醇發酵的影響[J].農業機械學報，2016（8）：1-7.

[12]王曉昌.寧夏賀蘭山東麓非釀酒酵母的分離鑒定與發酵特性研究[D].銀川：寧夏大學，2016.

[13]KURTZMAN C P,ROBNETT C J.Identification and ascomycetous yeasts from analysis of nuclear large subunit（26S）ribosomal DNA partial sequences[J].Anton Leeuw,1998,73:331-371.

[14]謝俊云，姚 笛，郭 瑜，等.貝達葡萄酒中酵母菌的分離鑒定[J].農產品加工，2016，15（1）：19-21.

[15]CAVAZZA A,GRANDO M S,ZINI C.Rilevazione della flora microbica di mosti e vini[J].Vignevini,1992,(9):17-20.

[16]ROMANCINO D P,DI MAIO S,MURIELLA R,et al.Analysis of non-Saccharomycesyeast populations isolated from grape musts from Sicily(Italy)[J].J Appl Microbiol,2009,105(6):2248-2254.

[17]ROJAS V,GIL J V,PI?AGA F,et al.Studies on acetate ester production by non-Saccharomyceswine yeasts[J].Int J Food Microbiol,2002,70(3):283-289.

[18]MOREIRA N,MENDES F,GUEDES P,et al.Heavy sulphur compounds,higher alcohols and esters production profile ofHanseniaspora uvarumandHanseniaspora guilliermondiigrown as pure and mixed culturesingrapemust[J].Int J Food Microbiol,2008,124(3):231-238.

[19]ENRIQUE M,MARCOS J F,YUSTE M,et al.Antimicrobial action of synthetic peptides towards wine spoilage yeasts[J].Int J Food Microbiol,2007,118(3):318-325.

[20]ENRIQUE M,IBANEZ A,MARCOS J F,et al.Beta-glucanases as a tool for the control of wine spoilage yeasts[J].J Food Sci,2010,75(1):41-45.

[21]劉愛國，劉延琳，王澤舉，等.寧夏葡萄自然發酵過程中酵母菌的分子生物學鑒定[J].西北農林科技大學學報：自然科學版，2008，36（11）：203-207.

[22]王國平，宋育陽，裴穎芳，等.寧夏御馬葡萄酒廠野生酵母菌株的分離篩選及分子鑒定[J].中國釀造，2009，28（8）：38-41.

Isolation and identification of yeasts related to wine spoilage

ZHANG Zhong1,GU Peiwen1,ZHANG Junxiang1,2*,JIN Gang2
(1.School of Agriculture,Ningxia University,Yinchuan 750021,China;2.School of Wine,Ningxia University,Yinchuan 750021,China)

Using 3 culture mediums and 3 isolation methods,23 yeast strains were isolated from 5 spoiled wine samples collected from Helan Mountain East Wine Region.These yeast strains were initially classified into 4 cultured types based on morphological identification.The sequence analysis for 26S rDNA D1/D2 domain gene showed that representative strains from these 4 cultured types belonged to 3 genus and 3 species:Saccharomyces cerevisiae,Hanseniaspora uvarumandCryptococcus friedmannii.

wine spoilage;yeast;morphological identification;26S rDNA D1/D2

TS261.1

0254-5071（2017）10-0056-05

10.11882/j.issn.0254-5071.2017.10.013

2017-04-11

寧夏自治區“十三五”重大科技項目（2016BZ06）

張 眾（1995-），男，碩士研究生，研究方向為葡萄與葡萄酒工程。

*通訊作者：張軍翔（1971-），男，教授，博士，研究方向為葡萄栽培和葡萄酒釀造。