AM真菌與根瘤菌對紫花苜蓿鐮刀菌萎蔫和根腐病的影響

王曉瑜，丁婷婷，李彥忠，段廷玉*

(1.蘭州大學草地農業生態系統國家重點實驗室，蘭州大學農業農村部草牧業創新重點實驗室，蘭州大學國家級草業科學實驗教學中心，蘭州大學草地農業科技學院，甘肅 蘭州 730020；2.浙江大學生命科學學院，浙江 杭州 310058)

紫花苜蓿(Medicagosativa)是世界上栽培最早，種植最廣泛的牧草之一。預計2020年我國對優質牧草總需求量為690萬t，農業部《全國苜蓿產業發展規劃(2016-2020)》中提出“到2020年，新增優質苜蓿種植面積300萬畝，增加優質苜蓿產量180萬t”[1]。在苜蓿種植面積擴大的同時，許多苜蓿病害也隨之發生，造成產量降低、品質下降、甚至會導致家畜中毒[2]。

根腐病是影響苜蓿生長的主要病害之一，可在苜蓿生長的各個時期造成危害，通常直接導致苜蓿根莖、主根及側根腐爛，進而導致植株枯黃、葉片萎蔫，最后整株枯死[3]。目前國際上已有報道的苜蓿根腐病病原菌種類較多，國內造成苜蓿大面積減產的根腐病病原菌主要是鐮刀菌屬(Fusarium)和絲核菌屬(Rhizoctonia)。其中以鐮刀菌屬病原菌種類最多，危害最為廣泛。由于其在苜蓿不同生長季節的菌量和種類數均有差異，因此也較難防控[4-5]，尖孢鐮刀菌(Fusariumoxysporum)就是其中致病性較強的病原菌之一[6]。

利用共生微生物防治土傳病害已成為當前植物病害防治的熱點之一。叢枝菌根(arbuscular mycorrhizal, AM)真菌在自然界廣泛存在，可與絕大多數高等陸生植物建立共生關系，并促進植物對水分及養分的吸收、提高宿主抗逆性[7]。目前，國際上利用叢枝菌根真菌防治植物根腐病的報道多集中于番茄(Lycopersiconesculentum)[8]、大豆(Glycinemax)[9]、龍葵(Solanumnigrum)[10]、蘆筍(Asparagusofficinalis)[11]、番木瓜(Caricapapaya)[12]等經濟作物，國內也有關于根腐病田間調查的報道，但相關生理生化機制研究和生物防治研究尚待深入。根瘤菌是可與豆科植物共生形成結瘤，并能將空氣中的氮氣進行生物固定的一類桿狀細菌。之前關于根瘤菌-植物互作的研究和應用主要集中于提高根瘤活性，促進植物養分吸收，提高根瘤菌利用效率等，近年來根瘤菌對于植物病害的生物防治作用日漸被重視[13-14]，利用根瘤菌防治尖孢鐮刀菌就是其中之一[15]。

上述3種微生物共同存在于土壤中，“叢枝菌根真菌-豆科植物-根瘤菌”可建立互惠共生體系[16]。AM真菌和根瘤菌對植物生長及抗病性的作用受環境因素影響較大，相關生理生化機制仍不明確，二者互作對致病能力較強的尖孢鐮刀菌是否具有防治作用，需深入研究。本研究以隴東苜蓿為供試對象，設置AM真菌、根瘤菌及病原菌互作處理，通過溫室試驗探究AM真菌和根瘤菌對植物生長、養分吸收及對尖孢鐮刀菌引起的苜蓿萎蔫和根腐病的影響，旨在明確AM真菌-根瘤菌調控紫花苜蓿鐮刀菌萎蔫和根腐病的生理生化機制。

1 材料與方法

1.1 供試材料

1.1.1供試植物 供試植物為隴東苜蓿(M.sativacv. Longdong)，由甘肅省出入境檢驗檢疫局提供。播種前將隴東苜蓿種子用10% H2O2表面消毒10 min，用無菌水沖洗5次后，將其均勻擺放于直徑8 cm，鋪有雙層濾紙的培養皿中，每皿擺放25粒種子。加入少量蒸餾水之后，置于20～25 ℃光照培養箱中進行催芽，2 d后種子露白后播種。

1.1.2叢枝菌根真菌 叢枝菌根真菌為摩西管柄囊霉(Funnelliformismosseae)，原始菌種購買于北京植物營養與資源所，編號為BGC NM04A。由本實驗室擴繁，每盆稱取200 g菌劑，添加到2400 g河沙中，以白三葉(Trifoliumrepens)為宿主進行擴繁，培養3個月后白三葉株高約12 cm，土壤中孢子量達到100個·g-1時，用所得孢子、培養基質以及白三葉根段混合物作為接種物。

1.1.3根瘤菌 根瘤菌為苜蓿中華根瘤菌(Sinorhizobiummedicae，S.m)，由甘肅農業大學草業學院姚拓教授提供。

1.1.4病原菌 病原菌為苜蓿尖孢鐮刀菌(F.oxysporum，F.o)，由蘭州大學草地農業生態系統國家重點實驗室李彥忠教授提供。

1.1.5供試土壤 將草炭土于121 ℃高壓蒸汽滅菌1 h，自然風干后，再次于121 ℃高壓蒸汽滅菌1 h并風干備用；將河沙過3 mm篩，置于烘箱170 ℃干熱滅菌24 h；將蘭州大學榆中校區采集的黃土置于烘箱170 ℃干熱滅菌24 h。然后將草炭土、黃土和河沙以體積比為1∶1∶2混勻，裝在密封的袋子內備用，取20 g土樣測定土壤理化性質。土壤理化性質：pH 7.6；全P 0.68 mg·g-1；全N 1.46 mg·g-1。

1.2 試驗方法

1.2.1試驗設計 盆栽試驗于2017年在蘭州大學榆中校區智能溫室開展。共設置8個處理，其中包括2種AM真菌處理：不接種AM真菌(NM)和接種AM真菌(AM)；2種根瘤菌處理：不接種根瘤菌(S-)和接種根瘤菌(S+)；2種接病處理：不接種病原菌(F-)和接種病原菌(F+)。共有對照處理(NMS-F-)、單接病原菌處理(NMS-F+)、單接根瘤菌處理(NMS+F-)、根瘤菌+病原菌處理(NMS+F+)、單接AM真菌處理(AMS-F-)、AM真菌+病原菌處理(AMS-F+)、AM真菌+根瘤菌處理(AMS+F-)和AM真菌+根瘤菌+病原菌處理(AMS+F+)8個處理，每個處理4個重復，共32盆隴東苜蓿。播種時，每盆移栽露白種子6粒，出苗1周后，選擇長勢較為一致的保留4株，試驗期間植物隨機擺放。

1.2.2AM真菌接種 上述土壤滅菌并混勻后，先裝入900 g土。AM真菌處理(AM)平鋪添加100 g接種劑；不接種處理(NM)則平鋪添加等量滅活菌劑100 g，且用過2層42號濾紙過濾接種物中AM真菌，濾液加入土壤，還原土壤中其他微生物，以確保微生物區系一致[盆·(10 g·20 mL)-1]，最后上層覆土200 g，每盆共裝入1200 g土，花盆直徑15 cm，高18 cm，試驗期間土壤水分保持在70%±5%。

1.2.3根瘤菌接種 先將供試菌株接種到酵母甘露醇瓊脂(yeast mannitol agar, YMA)平板培養基上進行擴繁保存，28 ℃恒溫培養2 d后，置于4 ℃密封保存。再將供試菌株從平板培養基轉接到斜面培養基進行活化，28 ℃恒溫培養2 d后，轉接于YMA培養液(200 mL)錐形瓶中，置于恒溫振蕩器，在轉速150 r·min-1、溫度28 ℃條件下，培養1周至對數生長期，配制成根瘤菌懸浮液。

出苗2周后，接種根瘤菌處理(S+)每株用注射器貼近苜蓿軸根，注射20 mL根瘤菌菌液；不接種根瘤菌處理(S-)每株用注射器貼近苜蓿軸根，注射20 mL無菌水。隔天再次接種，共接種5次。

1.2.4病原菌接種方法 原始病原菌分離自田間發病植株，接種前用馬鈴薯瓊脂(potato dextrose agar, PDA)平板培養基擴繁，密封后置于22 ℃霉菌培養箱活化。待菌絲長滿培養皿后，用無菌水配制孢子懸浮液。采用血球計數板法對原始孢子懸浮液進行鏡檢計數，將原液稀釋一定倍數，并確保分生孢子數大于109個·mL-1后，密封待用。

出苗3周后，接種病原菌處理(F+)每株用注射器創傷苜蓿根系后，注射20 mL病原菌孢子懸浮液；不接種病原菌處理(F-)每株用注射器創傷苜蓿根系后，注射20 mL無菌水。隔天再次接種，共接種5次，確保土壤中鐮刀菌的菌量維持在一定范圍。試驗期間溫室溫度18～25 ℃，濕度保持在65%～80%，光照為自然光照，每天光照時長約為15 h。

1.2.5試驗指標測定方法 葉片發病情況：第1次接種鐮刀菌根腐病后第48天進行統計，記錄發病葉片數，根據分級標準計算病情指數。0級：無癥狀；1級：葉片枯黃面積小于葉片總面積的25%；2級：葉片枯黃面積為葉片總面積的26%～50%；3級：葉片枯黃面積為葉片總面積的51%～75%；4級：葉片枯黃面積大于葉片總面積的76%；5級：苜蓿整株枯死。根系病狀表現為：莖基部出現淡紫色，根系腐爛，側根大量斷裂、脫落，主根病狀不明顯，根系僅取樣、分離、純化、鑒定病原菌，不做病情指數測定。

發病率=(發病葉片/葉片總數)×100%

病情指數=[∑(發病葉片數×病級數)/(總葉片數×最高病級數)]×100%

苜蓿生長10 周后收獲，莖葉部分齊地面刈割后稱量鮮重，根系部分洗去泥沙，待根系表面水分自然蒸發后稱量鮮重。采用放大鏡觀察記錄根瘤數(直徑大于1 mm)，其中粉紅色為有效根瘤；剪取15～20段1 cm 左右的根系置于10 mL離心管，保存于4 ℃取樣冰盒，采用染色鏡檢法測定AM真菌侵染率[17]；分別稱取1 g左右紫花苜蓿葉片和根系，放入預冷的研缽中，用液氮研磨至粉狀，共用9 mL 4 ℃預冷的磷酸緩沖液沖洗研缽2～3次，全部轉入10 mL離心管中，用冷凍離心機5000 r·min-1低溫離心30 min，取6 mL上清液移入新的10 mL離心管中，將離心管放入液氮罐帶回實驗室后4 ℃保存備用。生物量測定:將取樣后剩余植物樣置于105 ℃烘箱中殺青30 min，80 ℃烘箱中烘干48 h后按比例換算測定：

生物量=取樣后剩余樣干重/(取樣后剩余樣鮮重/總鮮重)

于刈割前1 d采用葉綠素儀(SPAD 502, Li-Cor, USA)測定葉綠素含量[18-19]；全N、全P含量測定：用球式研磨儀研磨苜蓿干樣，用強催化劑消煮處理后，采用流動注射儀(FIAstar 5000 Analyzer, FOSS, Sweden)測定[20]；β-1, 3-葡聚糖酶活性測定：參照Isaac等[21]和Cattelan等[22]的方法；丙二醛含量測定：參照Zhang等[23]的方法；苯丙氨酸解氨酶(phenylalnine ammonialyase, PAL)活性測定：參照Qin等[24]的方法；過氧化氫含量測定：參照Mukherjee等[25]的方法；茉莉酸濃度測定：采用液相色譜法[26]；木質素濃度測定：參照Abiven等[27]的方法；NO濃度測定：采用氧合血紅蛋白法[28]；脫落酸濃度[29]、超氧化物歧化酶活性測定：參照Mukherjee等[25]的方法。

1.3 試驗數據統計處理

試驗數據按照不同接菌處理，采用JMP IN 4統計軟件進行方差分析，比較不同接菌處理所造成的差異，通過多重比較法對差異顯著的處理進行比對，采用GraphPad Prism 5.01作圖。

2 結果與分析

2.1 AM真菌侵染率、根瘤數以及苜蓿發病率、病情指數

NM處理未檢測到菌根結構，根瘤菌處理和病原菌處理對苜蓿菌根侵染率沒有顯著影響(P>0.05)(圖1a)。

未接種根瘤菌處理(S-)沒有檢測到根瘤結構，病原菌處理對苜蓿根瘤數無顯著影響(P>0.05)，AM真菌極顯著地增加了苜蓿根瘤數(P<0.01)。AMS+F-和AMS+F+處理下苜蓿根系根瘤較NMS+F-分別多86.78%和136.63%。雙接種AM真菌和根瘤菌處理下，病原菌增加了苜蓿根瘤數(26.90%)(圖1b)。

AM真菌顯著降低苜蓿發病率(P<0.05)和病情指數(P<0.001)。與對照相比，AM真菌單獨接種(AMS-F+)處理降低苜蓿發病率80.13%(圖1c)。AM真菌單獨接種(AMS-F+)及與根瘤菌雙接種(AMS+F+)處理下，病情指數分別較對照低89.93%和75.05%(圖1d)。

2.2 苜蓿莖葉、根系生物量及葉綠素含量(SPAD值)

AM真菌和根瘤菌處理顯著提高了苜蓿莖葉、根系干重(P<0.01)。與對照(NMS-F-)(下同)相比，根瘤菌與AM真菌單獨及混合接種后提高苜蓿莖葉干重4.7～23.4倍，增加苜蓿根系干重11.3～15.0倍，緩解了病原菌對苜蓿生長的抑制作用(圖2a，b)。

AM真菌和病原菌處理對苜蓿葉綠素含量影響極顯著(P<0.01)。其中AM真菌單獨接種提高苜蓿葉綠素含量29.1%～65.6%，AM真菌與根瘤菌互作處理較對照苜蓿葉綠素含量高25.7%～85.3%(圖2c)。

2.3 苜蓿全N、全P

不同微生物處理下苜蓿N、P含量與苜蓿生物量相似(圖2a，b)。AM真菌和根瘤菌顯著促進了紫花苜蓿養分吸收，單獨接種AM真菌苜蓿莖葉、根系總N含量和總P含量分別較對照提高22.3、10.7、39.1和23.5倍；單獨接種根瘤菌處理苜蓿莖葉、根系總氮含量分別提高6.2和1.7倍，總磷含量提高14.6和39.1倍。AM真菌+根瘤菌處理下苜蓿莖葉總氮和總磷含量分別較對照提高26.5和14.0倍，根系總氮和總磷含量提高54.3和51.3倍(圖3)。

圖1 不同處理下AM真菌侵染率(a)、根瘤數(b)、苜蓿發病率(c)和病情指數(d)Fig.1 AM colonization (a), root nodule number (b), disease incidence (c) and disease index (d) under different treatments 圖中不同小寫字母表示不同處理間存在顯著差異(P<0.05)，下同。Different lowercase letters on the bars show significant difference within the treatments at 0.05 level, the same below.

圖2 不同處理下苜蓿莖葉生物量(a)、根系生物量(b)和SPAD值(c)Fig.2 Shoot biomass (a), root biomass (b) and SPAD value (c) under different treatments

2.4 苜蓿根系抗氧化酶活性及丙二醛含量

本研究測定了苜蓿地上、地下抗病相關酶及信號傳導物質，均以苜蓿根系對AM真菌、根瘤菌及病原菌的響應更為敏感，而各接菌處理下莖葉相關酶指標無顯著差異，因此不再進行科學分析，結果部分僅展示根系指標。

根瘤菌顯著提高了苜蓿根系超氧化物歧化酶(SOD)活性(P<0.01)。相較于對照處理，根瘤菌、AM真菌分別提高苜蓿根系SOD活性27.8%和28.4%以上，二者互作處理下苜蓿根系SOD活性提高41.05%(圖4a)。AM真菌、根瘤菌單獨及雙接菌分別降低苜蓿丙二醛(MDA)含量16.82%、7.73%和24.57%(圖4b)。

2.5 苜蓿根系病程相關水解酶及苯丙氨酸解氨酶活性

AM真菌和根瘤菌互作可提高苜蓿根系β-1, 3-葡聚糖酶活性(P<0.05)。AMS-F-、AMS-F+和AMS+F+處理下，β-1, 3-葡聚糖酶活性比對照分別高出33.84%、29.44%和31.06%。NM處理下，各接菌處理間β-1, 3-葡聚糖酶活性無顯著差異(圖5a)。

圖4 不同處理下苜蓿根系超氧化物歧化酶活性(a)和丙二醛含量(b)Fig.4 Root superoxide dismutase activity (a) and malondialdehyde content (b) under different treatments

圖5 不同處理下苜蓿根系β-1, 3-葡聚糖酶(a)和苯丙氨酸解氨酶活性(b)Fig.5 Root β-1, 3-glucanase (a) and phenylalanine ammonialyase activity (b) under different treatments

AM真菌、根瘤菌均顯著降低了苜蓿根系苯丙氨酸解氨酶活性，且有交互效應(P<0.01)。相較于對照(NMS-F-)，根瘤菌(NMS+F-、NMS+F+、AMS+F-、AMS+F+)、病原菌(NMS-F+、NMS+F+、AMS-F+、AMS+F+)下苜蓿PAL酶活性分別降低28.97%和28.85%，3種微生物互作(AMS+F+)下苜蓿根系PAL酶活性較對照降低14.96%(圖5b)。

2.6 抗病相關植物激素及物質

根瘤菌和病原菌互作顯著降低苜蓿根系脫落酸(ABA)、一氧化氮(NO)和過氧化氫(H2O2)濃度(P<0.05)。AM真菌單獨處理下，苜蓿根系ABA、NO 和H2O2濃度平均分別較對照降低19.36%、23.06%和24.19%；AM真菌+根瘤菌處理下，ABA、NO和H2O2濃度分別降低26.68%、9.63%和25.26%(圖6a，b，c)。

根瘤菌和病原菌交互作用極顯著增加了紫花苜蓿根系茉莉酸濃度(P<0.01)，其中AMS+F-處理下苜蓿根系JA濃度較對照高23.32%，其余各接菌處理下無顯著差異(P>0.05)(圖6d)。3種微生物均顯著促進了苜蓿根系木質素濃度(P<0.05)，促進范圍為18.28%～50.69%(圖6e)。

圖6 不同處理下苜蓿根系脫落酸(a)、一氧化氮(b)、過氧化氫(c)、茉莉酸(d)和木質素(e)濃度Fig.6 Root abscisic acid (a), nitric oxide (b), hydrogen peroxide (c), jasmonic acid (d) and lignin (e) concentrations under different treatments

3 討論

本研究在溫室條件下，通過接種AM真菌、根瘤菌和病原菌，研究了苜蓿萎蔫根腐病重要病原(尖孢鐮刀菌)對我國主要苜蓿栽培品種(隴東苜蓿)生長和生理生化反應的影響。發現AM真菌和根瘤菌可以促進植物生長、養分吸收，通過調節相關酶活性、生化物質濃度，減輕鐮刀菌萎蔫根腐病的發生。對于理解AM真菌、根瘤菌作為生防菌調控植物病害的生理機制具有重要作用。

AM真菌、根瘤菌均促進了紫花苜蓿N、P吸收和生物量，且AM真菌促生作用更為顯著。病原菌降低了紫花苜蓿葉綠素含量，但未顯著影響紫花苜蓿生物量和N、P吸收。AM真菌顯著促進了苜蓿根部結瘤，源于其對植物根系生長的顯著促進作用，為根瘤菌創造了更大的侵染面積和結合位點，這與Tajini等[30]對菜豆(Phaseolusvulgaris)的研究結果一致。同時，AM真菌的侵染可促進豆科植物根瘤相關基因的表達[31]，二者表現為相互促進。

AM真菌和根瘤菌的互惠共生關系具有古老的起源[33]，本研究中AM真菌顯著促進了苜蓿根系結瘤，一個直觀的原因為AM真菌顯著促進了苜蓿生長，苜蓿根系生物量、根系長均增加，為根瘤菌創造了更大的侵染面積和結合位點。研究發現，菌根菌與根瘤菌共生體存在關聯的信號轉導途徑，二者互惠共生相互促進[31]，但本研究中AM真菌侵染率、根瘤數顯示根瘤菌與AM真菌有競爭趨勢，可能與植物-微生物組合、土壤類型、土壤養分等相關，這也體現出了植物-微生物-環境互作的復雜性。此外，AM真菌對于苜蓿生長及葉綠素合成的促進作用顯著高于根瘤菌，這種促進作用自苜蓿生長初期就表現為顯著；相反的，根瘤菌對苜蓿生長促進作用主要體現于苜蓿生長后期，以2種共生微生物互作處理下苜蓿株高最高。這與兩類微生物促生機理相關，AM真菌僅僅是幫助植物吸收養分，當土壤中有限的養分吸收殆盡時，其作用即從共生轉為寄生，而根瘤菌具有固氮作用，可在植物生長期固氮。因此，在土壤養分有限的情況下，根瘤菌處理將在植物生長后期發揮更大的作用。

本研究發現，在根腐病發生早期，苜蓿根系尚未顯示腐爛癥狀，但苜蓿地上部分萎蔫、黃化已很嚴重，即便如此，植物根系苯丙氨酸解氨酶(PAL)、脫落酸(ABA)，木質素、丙二醛(MDA)等相關生化指標對病菌的侵染較植物葉片更為敏感，病原菌的侵染顯著地影響了根系上述指標的含量，但未顯著影響植物葉片上述指標。木質素通常被認為是阻礙病原菌擴散的物理屏障，有研究認為木質素沉積可以阻止養分和水分向病原菌的轉移，也可能會通過阻止病原菌的毒素和酶擴散來抑制病原菌傳播[32]。MDA是細胞膜脂過氧化的主要產物之一，可以代表細胞膜損傷程度的大小，通常植物細胞膜損傷越嚴重，植物體MDA沉積量越多。苜蓿根系木質素和MDA濃度降低，可能反映出苜蓿受到病害脅迫的程度降低，因此推斷AM真菌和根瘤菌兩類微生物均降低了病原菌對苜蓿的脅迫。此外，AM真菌顯著提高了苜蓿根系PAL濃度。PAL可通過參與植保素、木質素等其他物質的合成間接參與植物抗病過程，通常PAL濃度越高植物抗病性越強[34-35]。馬靜芳等[36]對鐮刀菌苜蓿根腐病的研究也發現，PAL活性與苜蓿抗病性顯著正相關，苜蓿莖葉根系PAL活性存在顯著差異。

除上述生化指標外，病原菌侵染植物過程中，植物其他相關酶活性、激素濃度及信號物質會發生一系列變化，其中SOD是活性氧清除系統中第一個發揮作用的重要氧自由基清除酶。活性氧迸發(oxidative burst)被認為是植物感病時發生的特征性反應，大量活性氧自由基可以激發植物的免疫反應機制，也是植物應對病原菌侵染的前期反應之一[37]。本研究發現，在所有處理中，AM真菌和根瘤菌互作處理下的苜蓿根系SOD活性最高。通常感染病害的植株其體內SOD活性都有所增強，但生物是一個復雜的有機體，夏民旋等[38]發現，病害導致植株活性氧自由基迸發后，機體對于活性氧自由基的清除過程中有大量酶促反應和細胞代謝過程參與，SOD并非單獨作用而是通過與其他抗氧化酶以及非酶類抗氧化保護系統協調平衡，來完成對植物體內活性氧自由基的清除，這也說明了單一酶活性高低對植物抗病能力的影響有限。在病原菌脅迫下，植物可以通過多種途徑強化抗病能力。

β-1,3-葡聚糖酶是一種重要的PR(pathogenesis related protein)蛋白，當病原物入侵植物體時，植物體內幾丁質酶、β-1,3-葡聚糖酶均會迅速積累，誘發防衛反應[39]。降解真菌病原菌的細胞壁主要成分β-1,3-葡聚糖，破病原菌細胞壁導致病原菌死亡。另外它也可以抑制真菌菌絲的延伸和生長，并釋放真菌細胞壁誘導物，從而間接促進寄主體內植保素積累[40]。β-1,3-葡聚糖酶和幾丁質酶可以分解暴露在真菌菌絲尖端的β-1,3-葡聚糖和幾丁質，從而直接參與植物抗病過程[41]。本研究中β-1,3-葡聚糖酶和幾丁質酶濃度沒有顯著差異和本次取樣時間有很大關系，通常植物對病原菌的反應表現為短期、迅速地應答，本研究中為使得根腐病發病更為明顯，選擇在第5次病原菌接種48 d之后收苗。

NO是繼乙烯之后自然界中發現的第二種氣體信號分子，本研究中AM真菌和根瘤菌互作處理下一氧化氮濃度僅低于對照(圖6b，P>0.05)。研究發現NO對病原菌無直接影響，而是通過其對植物的作用參與植物抗病機制的[42]。NO同時也具有獨立誘導植物防御反應初期表達的Pal基因(PAL基因)的作用，從而合成植保素等抗病物質。此外，AM真菌和根瘤菌處理下苜蓿根系JA濃度達到最高，JA在植物抗病過程中起誘導作用，病原菌侵染通常會導致植物體內JA含量提高[43]，并且有研究認為這種提高過程會由于植物抗病性強弱表現出不同的時間進程[44]。由于JA可以誘導植物特異基因表達，合成PAL等相關防御蛋白，促使植物產生木質素等防御相關物質，從而提高植物抗病性[45]，因此可以認為植物提高抗病相關激素基因表達也是植物對病原菌的應答效應之一。

4 結論

AM真菌和根瘤菌可顯著促進紫花苜蓿N、P吸收和生長，提高植物抗氧化物酶活性，促進水解酶合成，提高根系木質素含量，調節植物激素濃度，進而降低病害對植物的損傷；根瘤菌強化了AM真菌的上述作用，進一步降低了病害的發生和危害，二者具有良好的生防潛力。本研究是該領域為數不多的報道，有助于理解共生微生物調控植物抗病的生理生化機制。基于本研究結果，今后應加強植物病害相關酶、生理生化物質代謝通路及調控基因表達的研究，從分子機理進一步闡釋AM真菌、根瘤菌調控植物病害的機制。