木豆遺傳多樣性及抗逆機制研究進展

唐軍，王文強，丁西朋，馬向麗，畢玉芬，郭鳳根

摘? 要：木豆是世界第六大食用豆類，用途非常廣泛。木豆遺傳多樣性非常豐富，植物種質資源特性與其抗逆性密切相關。本綜述重點介紹國內外木豆種質資源遺傳多樣性、抗逆生理生化指標及機制研究進展，同時對木豆產業化研究提出展望，為后期開展木豆抗逆研究及抗逆育種提供參考依據。

關鍵詞：木豆;遺傳多樣性;抗逆;生理生化指標

中圖分類號：S541? ? ? 文獻標識碼：A

Review of Research in Genetic Diversity and Mechanism of Stress Resistance of Pigeonpea

TANG Jun1，2， WANG Wenqiang2， DING Xipeng1， MA Xiangli1， BI Yufen1， GUO Fenggen1*

1. College of Animal Science and Technology， Yunnan Agricultural University， Kunming， Yunnan 650201， China; 2. Tropical Crops Genetic Resources Institute， Chinese Academy of Tropical Agricultural Sciences / Key Laboratory of Crop Gene Resources and Germplasm Enhancement in Southern China， Ministry of Agriculture and Rural Affairs， Haikou， Hainan 571737， China

Abstract： Pigeonpea （Cajanus cajan） is the sixth largest edible beans globally with extensive usages. The characteristics of pigeonpea germplasm resources are closely related to the stress resistance due to the rich genetic diversity. This paper summarized the research progresses on genetic diversity， physiological and biochemical indices and mechanisms of stress resistance of global pigeonpea studies order to provide references for the future researches on stress resistance and pigeonpea breeding. The industrialization prospects of pigeonpea are also proposed here.

Keywords： pigeonpea; genetic diversity; stress-resistance; physiology and biochemistry indices

DOI： 10.3969/j.issn.1000-2561.2021.10.007

木豆[Cajanus cajan （L.） Millsp.]為豆科木豆屬多年生常綠小灌木，株高1.5～3.0 m。木豆用途非常廣泛，嫩莖葉可用作動物飼料，籽實可食用或藥用，木豆為世界第六大食用豆類，也是唯一的木本食用豆類[1-2]，還可用作水土保持和覆蓋作物。木豆主要產區在中國、印度、緬甸、肯尼亞、中美洲和西印度群島等國家或地區。全世界木豆種植面積約為480萬hm2，92%分布于發展中國家，印度種植面積和總產量占絕大部分[3]。木豆屬共有32種，我國有7種及1個變種，木豆是唯一一個栽培種。我國木豆栽培面積較小，主要分布于長江以南省（區），包括海南、廣西、云南、廣東、貴州、江西南部、四川干熱河谷等地[4]。木豆育種以引進選育和雜交育種2種育種方法為主，雜種優勢非常明顯，通過雜交育成了多個品種，并已成功推廣。自1974年發現木豆雄性不育株系以來，國際上不斷對木豆核雄性不育（genic male sterility， GMS）和核質互作雄性不育（cytoplasmic-nucleic male sterility， CGMS）基因及其種質資源進行挖掘，并最終實現了木豆雜種優勢的成功利用[5]。木豆育種體系較為完善，豆科作物雜種優勢利用的研究成果已突顯豆科作物雜種優勢利用的前景[6-7]。木豆的遺傳多樣性非常豐富，為培育抗逆性優良品種奠定重要基礎。本綜述總結了木豆種質資源遺傳多樣性、抗逆生理生化指標及機制研究進展，以期為木豆育種研究提供理論基礎。

1? 木豆的遺傳多樣性

近年來木豆遺傳多樣性研究取得重要進展。本文總結了木豆農藝學性狀標記、生化標記和分子標記等方面的報道。

1.1? 農藝性狀標記

康智明等[8]開展了10份木豆種質資源的10個質量性狀和18個數量性狀的遺傳多樣性研究，并對其農藝性狀進行了聚類分析，將其分為中莖稀疏型、中莖密生型和粗莖密生型3個類型。高桂娟等[9]對45份木豆種質資源進行物候期和形態性狀指標的觀測，發現8個數量遺傳性狀的變異系數為3.73%～17.84%，花軸長度與中央小葉寬、中央小葉葉長、旗瓣大小相關性顯著（P<0.05），基于8個形態指標的聚類分析將其劃分為3個類群。陳燕華等[10]對74份木豆的10個農藝性狀進行主要品質性狀相關研究，發現大部分田間農藝性狀之間相關關系達極顯著水平，種子、葉片的不同品質性狀之間多呈負相關，田間農藝性狀的遺傳力、遺傳變異系數和遺傳進度差異較大。

1.2? 同工酶和RAPD分子標記

蔣慧萍等[11-12]通過形態標記、過氧化物同工酶檢測、RAPD標記對木豆品種進行了遺傳分析，表明遺傳基礎比較狹窄，具有較近的親緣關系，各品種間的遺傳相似系數高。郭蓓等[13]對15個木豆種質資源進行了RAPD分析，27個多態性較高的隨機引物共擴增出176條帶，其中多態帶為104條（占56.24%）。Kotresh等[14]運用RAPD分子標記技術標記感病隱性木豆GSl植株與ICPL87119和ICP8863抗性植株雜交F2代木豆抗鐮刀菌相關基因，符合孟德爾遺傳規律。

1.3? AFLP分子標記

閆龍等[15-16]利用17對特異引物對139份栽培木豆種質進行了AFLP分子標記，共擴增出502條清晰可辨的帶，其中多態性帶為494條，UPGMA聚類圖分析將參試種質分成8個組群。Ganapathy等[17]對木豆19栽培種和14個野生種進行AFLP分子標記，擴增出561個片斷，其中558個片斷平均含有76.12個帶，33個種質在相似系數為26%處歸為14個簇群。

1.4? SSR分子標記

Burns等[18]通過SSR標記技術對10個樣品木豆的基因漂流及遺傳多樣性進行了研究和系統評價。Odeny[19]等運用19對引物對24個木豆材料進行SSR分析，檢測到98個等位基因，平均每個標記檢測到4.9個等位基因，每個SSR位點雜合度為0.17～0.80，且在野生木豆種質發現91個等位基因。Aruna等[20]應用SSR、AFLP、RFLP等3種分子標記對42份木豆種質進行遺傳多樣性分析，表明野生木豆種質多態性要比栽培種的多態性高，并將其歸類為4個族群。Khera等[21]通過分析木豆線粒體基因組序列鑒定出25個SSR標記，其中24對SSR標記擴增了107個等位基因，每個位點平均有4.65個等位基因，多態信息含量范圍為0.09至0.84。Mahato等[22]提出了木豆‘Asha改進版本基因組，組裝后大小為648.2 Mbp，預測了56 888個蛋白質編碼基因，其中54 286個（96.7%）在功能上被注釋，并鑒定了158 432個SSR基因位點。

1.5? QTL、SNP、EST分子標記

Singh等[23]在木豆種質利用PCR擴增驗證來自于木豆‘Arsha基因組測序獲得的大量的SSR標記，其中437個SSR標記具有高效的多態性。Saxena等[24]通過將CMS系（ICPA2039）與育性恢復系（ICPL87119）雜交開發了一個F2群體，基因分型-測序（GBS）產生33 Gb數據，在映射群體中分離出2457個SNP，開發了具有306個SNP的遺傳圖譜，總長度為981.9 cM，主要QTL解釋了高達28.5%的表型變異。Kumawat等[25]利用自交系內部特異性雜交的186個F2：3家系群體，構建包含296個基因SNP和SSR標記的密集分子連鎖圖，對應木豆基因組的11個染色體，圖譜長度為1520.22 cM，且F2：3家系的表型數據被用于鑒定13個農藝性狀的13個QTLs，由單個QTL解釋的表型變異的比例為3.18%～51.4%，其中10個QTL聚集在2個基因組區域。Raju等[26]從4個對FW敏感的木豆基因型構建了16個cDNA文庫，共生成9888個EST，并在GenBank的dbEST中開展EST的聚類分析，得到4557個unigenes，其中697個contigs和3860個單核苷酸。

1.6? 轉錄組和全基因組

Nigam等[27]利用一個野生木豆（C. scarabaeoides）的芽和葉組織進行轉錄組分析，在27 321個單基因中共鑒定出23 475個SSR標記Dutta等[28]運用轉錄組測序方法，從2種木豆品種的葉、根、莖和未成熟種子制備了169.6萬個片斷的cDNA文庫，組裝4324個轉錄組單基因重疊群，并確定了3771個基因SSR位點，其中2877個PCR引物設計用于標記的開發，發現二核苷酸是最常見的重復序列基序，頻率高達60.41%。Pazhamala等[29-30]利用Ellumina HiSeq2500從木豆品種‘Asha（ICPL87119）開花期（花后0 d）、種子和莢膜壁（花后5、10、20、30 d）的胚囊中和種子發育過程中重要的種子特異轉錄因子、生物過程和相關途徑產生RNA-SEQ數據，分析后鑒定出27 441和28 793個各種表達基因。Gao等[31]通過木豆RNA-seq比較分析，發現11 425個基因在所有的時間點中存在差異表達。

Varshney等[32]開展了292份包括品系、地方品種和野生種的木豆種質的全基因組重測序，發現了幾個可能被馴化和培育目標的基因組區域，且木豆農藝性狀關聯的候選基因與在其他植物基因具有序列相似性。Obala等[33]將30個序列變體轉換為裂解擴增多態性序列（CAPS）/衍生裂解擴增多態性序列（dCAPS）標記，有17個標記能將低和高SPC基因型木豆顯示出高水平的多態性，其中16種多態CAPS/dCAPS標記在5529（高SPC）×ICP11605（低SPC）雜交F2群體上測定，有4個CAPS/dCAPS標記共分離與SPC具有顯著性差異（P<0.05）。

2? 木豆的抗逆性研究進展

植物抗逆性是植物應對脅迫因素的主要方式，包括細胞各種調節物質的產生以及比例分配，膜上各種脂質和蛋白的變化，自由基清除劑、滲透壓調節物質引起的滲透調節，植物葉片上氣孔的自動關閉和細胞內分泌的可直接應對逆境傷害的蛋白質以及各種抗逆性應答[34]。

2.1? 木豆抗逆生理機制研究

2.1.1? 重金屬脅迫? 王潔[35]研究發現木豆在25 mg/L Pb+100 mg/L Cu處理下，株高、根長較對照相比顯著下降，超氧化物歧化酶（SOD）的活性降到最低，丙二醛（MDA）的含量增加到最大，地上部和地下部GSH的含量均達到最低，所有處理中葉綠素a、電導率含量差異不顯著。王沿沿等[36]發現低濃度鋁處理（≤1 mmol/L）促進木豆根系發育，根系活力升高，葉面積增加，凈光合速率（Pn）增大;高濃度鋁處理（>1 mmol/L）下木豆根系生長受阻，根系活力、葉面積、Pn均較對照顯著降低。Garg等[37]發現砷（As+3）鹽處理過的木豆根中累積的總量顯著高于As+5處理過的，且易感型Pusa991高于耐受型Pusa2002，均降低了植物的生長、根與生物量的比例以及氧化反應，硅（Si）和接種叢枝菌根真菌（AM）能顯著減少對砷的吸收和由此產生的氧化反應，AM更有效上調酶和非酶抗氧化防御反應以及抗壞血酸-谷胱甘肽途徑。Garg等[38]研究了在鎳（Ni）脅迫下根瘤菌和叢枝菌根真菌的共生效率，AM生長、固氮和尿素合成下降，并與根、根瘤對鎳的吸收量增加相關，且AM與腐胺（Put）的組合有利于通過阻止豆血紅蛋白降解來緩解鎳誘導的根瘤衰老和通過促進海澡糖代謝來增加根結瘤的效率。

2.1.2? 低磷脅迫? 秦麗鳳等[39]發現低磷（1 μmol/L）使根尖內及根尖分泌的酸性磷酸酶（APA）活性顯著增加，并且低磷誘導根尖內APA活性增加早于根尖分泌的APA活性增加，第7天木豆根尖內APA活性達到最高，根尖分泌的APA活性于第9天才達到最高，20 μmol/L鋁（Al）雖然使低磷脅迫下植株根尖內的APA活性顯著降低，但根尖分泌的APA活性卻有所增加。Sidhu等[40]研究了52種地理上不同的木豆基因型對磷（P）吸收和利用的變化關系，主成分分析表明，根莖長度、體積與根莖干重比例沒有密切關系，干重、面積、周長和根酸性磷酸酶活性與40 kg/hm2磷含量高度相關;通徑分析表明，在富含磷條件下對莖P含量、根P含量、葉面積和根面積均表現出正向直接作用。Sidhu等[41]發現在無添加條件下，木豆磷高效基因型表現出高的根長、根面積、根周長、根干重、葉片磷含量和根冠干重比，且在2種磷處理下基因型之間發現了根和芽的相關特征的顯著變化。

2.1.3? 干旱脅迫? 崔凱等[42-43]對木豆超干保存進行研究，最佳方案為4.94%含水量+20% PEG回濕，超干保存中不同水分梯度和回濕方法種子的相對電導率、MDA含量、Pro含量、總糖含量、脂肪酸組分、SOD活性、POD活性和CAT活性與對照都有顯著差異。Huang等[44]發現在20% PEG-6000的干旱脅迫下，巖溶水培養下的木豆種子7 d的種子萌發率、活力指數、發芽指數、生物量均大于外源水處理組，且巖溶水培養下的木豆種子MDA、SOD活性均小于外源水組，而干旱脅迫時SOD活性顯著高于外源水組。姚娜等[45]采用不同濃度梯度的PEG-6000溶液對5種巖溶區常見灌木種子進行了模擬干旱脅迫，研究發現5種灌木種子抗旱性木豆僅優于多花木蘭。

2.1.4? 耐澇脅迫? Duhan等[46]研究水澇和鹽及其組合處理對4種基因型木豆的影響，發現澇漬和水澇+鹽度處理對植物影響嚴重，且對木豆生長的后期影響更嚴重，鹽度（30 mmol/L NaCl）處理影響較小。Bansal等[47]發現內澇降低了木豆碳交換率、電導率、細胞間CO2濃度和蒸騰速率，光合作用受到限制，淹水時氣孔和非氣孔成分、乙醇脫氫酶活性的增加和膜受損傷，葉綠素、淀粉含量降低。Kumutha[48]發現澇害導致可見葉片變黃和衰老，葉片面積減少，干物質減少，相對含水量、葉綠素含量、根和葉片的膜穩定性指數均降低，ROS的增加是通過NADPH氧化酶引起的。

2.1.5? 耐鹽脅迫? Sai等[49]研究發現木豆葉片上具有較高密度毛狀體的基因型受莢果蛀蟲傷害，花、豆莢和種子中存在的蛋白質、糖與蟲害程度呈正相關性，而酚類與蟲害損傷呈現負相關。Garg等[50]發現鹽脅迫降低了植物生物量，增加了對根的負面影響，從而減少了菌根繁殖以及費氏中華根瘤菌AR-4結瘤能力。鹽分通過增加二胺氧化酶（DAO）和減少精氨酸來減少結節中的脫羧酶（ADC）與鳥氨酸脫羧酶（ODC）活性，減少內源性腐胺（Put）的產生，Put效應和接種AM能減少兩個地下器官的對Na+吸收并改善了營養狀況，尤其是P，且接種AM比Put更有效。

2.1.6? 低溫脅迫? 溫度對豆科植物具有最廣泛和最深遠的影響。無論是高溫（熱應激）還是低溫（冷應力），都會對發育的各個階段的植物造成傷害，應對不利的溫度，植物生物分子如應激蛋白、酶和非酶抗氧化劑、有機滲透物和植物激素通常作為植物防御機制發揮重要作用[51]。陳超[52]研究了7種應試灌木的抗寒性，試驗表明木豆抗寒性較差。Gupta[53]將葉片和豆莢分離并在2種不同條件下于常溫（25 ℃）和高溫（45 ℃）下培養24 h，熒光動力指數（J-I-P）參數表明高溫對光系統Ⅱ電子傳遞的影響大于光系統Ⅰ，并且在豆莢中的變化明顯大于葉片。

2.2? 木豆抗逆分子機制研究

2.2.1? 非生物脅迫的分子機制研究? （1）重金屬脅迫。木豆耐鋁機制得到深入的解析。董碧瑩[54]分析木豆金屬離子脅迫下檸檬酸鹽轉運檸檬酸通道蛋白（MATE）基因組織特異性，發現在所有8個亞組的代表性基因中大部分基因具有組織特異性，在鋁、錳和鋅離子的脅迫處理下，木豆CcMATE34、CcMATE45基因均為上調，與檸檬酸合成相關的酶基因的表達均有所提高。Daspute等[55]發現木豆檸檬酸鹽轉運檸檬酸通道蛋白（CcMATE1）的木豆對離子敏感基因（CcSTOP1）結合序列與擬南芥鋁刺激調控啟動基因（AtALMT1）具有相似性，Al脅迫響應性CcSTOP1和CcMATE1基因有助于在酸性土壤耐受性中的木豆生長。Gao等[31]通過RNA-seq比較分析有13個類黃酮和酚類有關的基因是對鋁脅迫的反應下降。冼蕓軒[56]發現Al脅迫下通過農桿菌介導轉化后攜帶木豆CcMATEl基因的NtSTOPl突變體的煙草毛狀根根尖有機酸分泌量是對照組的4倍。

（2）干旱脅迫。喬光等[57-58]克隆木豆抗旱相關基因CcGST1、CcGDSL脂肪酶基因。Priyanka等[59]在木豆干旱脅迫下基因庫篩選得到木豆富含脯氨酸基因（CcHyPRP）在脅迫環境下表達量增加。Kumar等[60]構建在聚乙二醇誘導的木豆幼根組織水分虧缺的抑制性消減雜交cDNA文庫，在300個隨機克隆測序發現了157個高質量的EST，分析表明差異基因可能與水缺乏應激誘導有關。Sinha等[61]對木豆292個基因型的全基因組重測序數據分析，鑒定10個干旱響應候選基因，與137份木豆種質關聯分析顯示5個候選基因與23個強標記性狀關聯并影響7個干旱響應性狀。

（3）鹽脅迫。Song[62]獲得了木豆120個糖基轉移酶家族（UGT）基因，CcUGT69基因在鹽和滲透脅迫下過表達，CcUGT110在低溫損傷中被上調，處理后葉中大多數基因被上調。Awana等[63]應用蛋白質組學和轉錄組對比分析木豆鹽敏感和耐鹽品種的根和莖組織，發現在表達高于或低于1.5倍及以上的82個差異表達蛋白質（DEP），并鑒定25個DEP，KAAS分析發現主要與碳水化合物代謝相關，5個高于或低于3倍及以上變化的基因與在轉錄和蛋白質表達中顯示出一致性;通過根和芽轉錄組發現25個差異表達的鹽反應基因，其中7個大于或低于5倍及以上變化的基因具有不同生物學功能。Singh等[64]鑒定了木豆中94個WRKY轉錄因子基因，并分析了野生型木豆中CcWRKY27、CcWRKY80、CcWRKY32等基因在干旱和鹽不同處理后不同組織中的表達。Song等[65]在NaCl脅迫下，發現過表達木豆類鈣調神經磷酸酶B亞基（CBL）家族中CcCBL4植株中的葉綠素、相對水分、脯氨酸和可溶性糖顯著高于CK，過表達體次生代謝物對香豆酸是CK的1.4倍。Awana等[66]發現鹽脅迫木豆類親環蛋白（CcCYP）基因在根中被上調，而低溫和干旱調控蛋白基因（CcCDR）在耐鹽基因型的芽中被上調，表達上調2.6倍，編碼區的甲基化增加了6.8%，表達水平增加了22%。

（4）低溫脅迫。國內外文獻在木豆耐寒性研究上報道較少。Priyanka等[60]在木豆干旱脅迫下基因庫篩選得到木豆富含脯氨酸基因（CcHyPRP），并在低溫脅迫環境下表達量增加。Song等[65]對木豆在響應4 ℃、42 ℃脅迫后，發現過表達類鈣調神經磷酸酶B亞基CcCBL4植株中的葉綠素、相對水分、脯氨酸和可溶性糖顯著高于空載體CK，過表達體次生代謝物對香豆酸是CK植物的1.4倍。木豆低溫和干旱調控蛋白（CcCDR）基因在轉基因水稻中表現出對不同非生物脅迫高水平耐受，且CcCDR轉基因品系多重應力耐受性與調節ABA的信號通路基因相關[54]。Singh等[23]利用454-GSFLX測序方法，鑒定了152個非生物脅迫抗性基因。

2.2.2? 生物脅迫的分子機制研究? （1）抗蟲。Meitei等[67]開展了木豆抗棉鈴蟲研究，蛋白PR-4前體、蛋白酶抑制劑/種子儲存/LTP家族蛋白（Ltp）等防御基因在ICPL332與ICPL87相比表達顯著上調，內切1，4-β-葡聚糖酶基因均有表達。Das等[68]將嵌合Bt的Cry1Aabc基因導入到木豆‘Asha中，在2份為轉基因抗蟲材料中的葉片、花、莢壁和未成熟種子中有高蛋白質表達，且抗蟲效力較高。Singh等[69]報道了將Cry2Aa蛋白基因采用農桿菌介導轉化木豆，其中有11.8%的T3系能致幼蟲的死亡率為80%～100%和增強抗蟲性，且轉基因植物累積的Cry2Aa蛋白鮮重為25～80 μg/g。

（2）抗病。Kumar等[70]等通過農桿菌介導法對木豆子葉為外植體進行導入水稻幾丁質酶基因，獲得抗真菌病的植株，且外源基因在木豆得到整合和表達。Raju[26]等報道從4個基因型木豆建立抗和易感染鐮刀枯萎病品系、抗和易感染不育花葉病品系，總計有9888個序列表達標簽，其中9468為高質量表達標簽，所有序列表達標簽分為4557個基因、697個重疊群和3860個序列片斷，有1603個單獨基因與已知的蛋白相關。Hussain等[71]使用木豆基因組草圖中木豆EST序列信息，鑒定了5個木豆種質miRNA前體，發現在接種鐮刀菌后，miRNA的表達模式不同，并與生物應激反應相關。Kotresh等[14]通過感病隱性木豆GSl植株與ICPL87119和ICP8863抗性植株雜交，發現抗木豆枯萎病是由單基因控制。Singh等[23]利用454-GSFLX測序方法，鑒定了1213個抗病/生物防御反應基因。Liu等[72]在眾多木豆基因組中鑒定出3211個串聯重復基因（TDG），KEGG富集分析表明TDGs顯著富集于抗逆通路，且TDGs在反轉錄轉座子相關基因在木豆的表達高于其他物種。

3? 研究展望

木豆作為熱帶亞熱帶地區重要的豆類作物，農業科技工作者對木豆開展基于農藝性評價的遺傳多樣性研究，如RAPD、RFLP、ISSR、SRAP、SSR和QTL等分子標記開發?；蚪M學技術的進步，促進了高密度遺傳圖譜的開發，如比較基因組學、轉錄組學和全基因組測序研究對木豆的全基因組及基因數據挖掘，已經發現了大量的木豆特有基因[73]。某些文獻還報道了木豆在重要生物脅迫、非生物脅迫下木豆的生理生化及分子機制的研究，報道木豆抗逆EST、關鍵基因及轉錄因子如CcCDR、CcUTG、CcWRKY、CcMATE等，包括抗逆通路如耐鋁META、抗逆TDG等機制。

關于木豆的研究多集中在種質資源遺傳多樣性、雜交育種等基礎方面，而對非生物脅迫的優異抗逆種質資源的鑒定及篩選研究較少。盡管研究人員已對木豆不同抗逆性狀開展了相關研究工作，但針對不同來源的種質材料的比較研究較少。通過廣泛收集不同木豆種質材料，進行種質資源的抗逆生物學鑒定及目標性狀遺傳機制分析，對完善不同逆境脅迫下的抗逆評價指標，系統全面地進行木豆抗逆種質和品種的鑒定與評價對木豆抗逆育種具有重要意義。

后期木豆抗逆研究應結合現有研究，以更廣泛的種質資源為基礎，重點關注木豆重要抗逆性狀相關分子標記的開發，發掘與抗性目標性狀基因緊密連鎖的分子標記，進行目標性狀基因的大規模篩選，為今后相關抗性性狀分子設計育種提供標記資源。借助組學等技術和生物信息學方法，對含優異抗性基因的木豆種質進行精準鑒定，發掘抗逆優異基因資源，創制抗逆新材料，發掘并克隆抗逆相關基因，得到抗性相關的關鍵優異基因，創制含優異抗性基因的轉基因新材料，為抗性育種提供優異基因資源及目標材料，為更好地開發利用木豆提供科學的理論依據。同時，要充分挖掘木豆多功能特點，結合育種現狀，加快傳統育種向高效、定向化育種發展進程，培育產量高、適應性廣，多抗的品種，促進木豆產業發展。

參考文獻

[1] 鄭卓杰. 中國食用豆類學[M]. 北京： 中國農業出版社， 1997.

[2] Nene Y J， Hall S D， Sheila V K. The pigeonpea[M]. UK： CAB International， 1990.

[3] Bohra A， Saxena K B， Varshney R K， et al. Genomics-ass-isted breeding for pigeonpea improvement[J]. Theoretical and Applied Genetics， 2020， 133（5）： 1721-1737.

[4] 唐? 軍， 王文強， 黃春瓊， 等. 木豆育種及分子生物學研究進展[J]. 熱帶農業科學， 2013， 33（8）： 36-41.

[5] Saxena K B， Kumar R V， Singh L， et al. Development of a cytoplasmic-nuclear male-sterility system in pigeonpea[C]// International Crops Research Institute for the Semi-Arid Tropics. Progress report presented at the forth consultative group meeting on cytoplasmic male sterility in pigeonpea. Patancheru， Andhra Pradesh， India： ICRISAT Asia Center， 1997： 19.

[6] 宗緒曉， KB Saxena. 木豆雜種優勢利用研究進展[J]. 作物雜志， 2006（5）： 37-40.

[7] 孫? 寰， 張井勇， 王玉民， 等. 木豆、苜蓿和大豆3種豆科作物雜種優勢利用概述[J]. 中國農業科學， 2009， 42（5）： 1528-1539.

[8] 康智明， 徐曉俞， 鄭開斌， 等. 木豆種質資源形態與農藝性狀的多樣性分析[J]. 熱帶亞熱帶植物學報， 2017， 25（1）： 51-56.

[9] 高桂娟， 李志丹. 45份木豆種質資源物候期及形態多樣性分析[J]. 生態科學， 2017， 36（2）： 100-106.

[10] 陳燕華， 羅瑞鴻， 吳子愷， 等. 木豆種質資源農藝與品質性狀的相關性及遺傳參數分析[J]. 廣西農業科學， 2009， 40（11）： 1397-1402.

[11] 蔣慧萍， 李楊瑞. 利用同工酶、RAPD技術及形態學標記對不同地域木豆品種的遺傳多樣性研究[J]. 西南農業學報， 2010， 23（2）： 483-486.

[12] 蔣慧萍， 李楊瑞. 木豆隨機擴增多態性DNA的反應體系研究[J]. 安徽農業科學， 2008， 36（20）： 8489-8491.

[13] 郭? 蓓， 金文林， 趙? 波， 等. 木豆種質資源遺傳多樣性的分析[J]. 中國農學通報， 2010， 26（19）： 378-382.

[14] Kotresh H， Fakrudin B， Punnuri S M， et al. Identification of two RAPD markers genetically linked to a recessive allele of a Fusarium wilt resistance gene in pigeonpea （Cajanus cajan L. Millsp.）[J]. Euphytica， 2006， 149（1/2）： 113-120.

[15] 閆? 龍， 關建平， 宗緒曉. 木豆種質資源遺傳多樣性研究中的AFLP技術優化及引物篩選[J]. 植物遺傳資源學報， 2004， 5（4）： 342-345.

[16] 閆? 龍， 關建平， 宗緒曉. 木豆種質資源AFLP標記遺傳多樣性分析[J]. 作物學報， 2007， 33（5）： 790-798.

[17] Ganapathy K N， Gnanesh B N， Byre Gowda M， et al. AFLP analysis in pigeonpea （Cajanus cajan （L.） Millsp.） revealed close relationship of cultivated genotypes with some of its wild relatives[J]. Genetic Resources and Crop Evolution， 2011， 58（6）： 837-847.

[18] Burns M J， Edwards K J， Newbury H J， et al. Development of simple sequence repeat （SSR） markers for the assessment of gene flow and genetic diversity in pigeonpea （Cajanus cajan）[J]. Molecular Ecology Resources， 2001， 1（4）： 283-285.

[19] Odeny D A， Jayashree B， Ferguson M， et al. Development， characterization and utilization of microsatellite markers in pigeonpea[J]. Plant Breeding， 2007， 126（2）： 130-136.

[20] Aruna R， Manohar Rao D， Sivaramakrishnan S， et al. Effic-iency of three DNA markers in revealing genetic varia?tion among wild Cajanus species[J]. Plant Genetic Resources， 2009， 7（2）： 113-121.

[21] Khera P， Saxena R， Sameerkumar C V， et al. Mitochondrial SSRs and their utility in distinguishing wild species， CMS lines and maintainer lines in pigeonpea （Cajanus cajan L.）[J]. Euphytica， 2015， 206（3）： 737-746.

[22] Mahato A K， Sharma A K， Sharma T R， et al. An improved draft of the pigeonpea （Cajanus cajan （L.） Millsp.） gen-ome[J]. Data in Brief， 2018， 16： 376-380.

[23] Singh N K， Gupta D K， Jayaswal P K， et al. The first draft of the pigeonpea genome sequence[J]. Journal of Plant Bioch?emi?stry and Biotechnology， 2012， 21（1）： 98-112.

[24] Saxena R K， Patel K， Sameer Kumar C V， et al. Molecular mapping and inheritance of restoration of fertility （Rf） in A4 hybrid system in pigeonpea （Cajanus cajan （L.） Millsp.）[J]. Theoretical and Applied Genetics， 2018， 131（8）： 1605-1614.

[25] Kumawat G， Raje R S， Bhutani S， et al. Molecular mapping of QTLs for plant type and earliness traits in pigeonpea （Cajanus cajan L. Millsp.）[J]. BMC Genetics， 2012， 13（1）： 1-11.

[26] Raju N L， Gnanesh B N， Lekha P， et al. The first set of EST resource for gene discovery and marker development in pige?onpea （Cajanus cajan L.）[J]. BMC Plant Biology， 2010， 10（1）： 1-22.

[27] Nigam D， Saxena S， Ramakrishna G， et al. De novo assembly and characterization of Cajanus scarabaeoides （L.） thouars transcriptome by paired-end sequencing[J]. Frontiers in Molecular Biosciences， 2017， 4： 48.

[28] Dutta S， Kumawat G， Singh B P， et al. Development of genic-SSR markers by deep transcriptome sequencing in pigeonpea [Cajanus cajan （L.） Millspaugh[J]. BMC Plant Biology， 2011， 11（1）： 1-13.

[29] Pazhamala L T， Agarwal G， Bajaj P， et al. Deciphering transcriptional programming during pod and seed develo-pment using RNA-seq in pigeonpea （Cajanus cajan）[J]. PLoS One， 2016， 11（10）： e0164959.

[30] Pazhamala L T， Purohit S， Saxena R K， et al. Gene expression atlas of pigeonpea and its application to gain insights into genes associated with pollen fertility implicated in seed formation[J]. Journal of Experimental Botany， 2017， 68（8）： 2037-2054.

[31] Gao Z X， Dong B Y， Cao H Y， et al. Time series RNA-seq in pigeonpea revealed the core genes in metabolic pathways under aluminum stress[J]. Genes， 2020， 11（4）： 380.

[32] Varshney R K， Saxena R K， Upadhyaya H D， et al. Whole- genome resequencing of 292 pigeonpea accessions identifies genomic regions associated with domestication and agrono?mic traits[J]. Nature Genetics， 2017， 49（7）： 1082-1088.

[33] Obala J， Saxena R K， Singh V K， et al. Development of sequence-based markers for seed protein content in pigeon-pea[J]. Molecular Genetics and Genomics， 2019， 294（1）： 57-68.

[34] 朱雯雯. 植物抗逆性的研究進展[J]. 種子科技， 2017， 35（7）： 133， 135.

[35] 王? 潔. 鉛、銅復合脅迫對木豆幼苗生長和生理特性的影響[J]. 遼寧農業職業技術學院學報， 2019， 21（1）： 11-13.

[36] 王沿沿， 侯高杰， 陳玉連， 等. 鋁毒脅迫下不同木豆品種的耐鋁性差異比較[J]. 西南農業學報， 2015， 28（4）： 1490- 1496.

[37] Garg N， Kashyap L. Joint effects of Si and mycorrhiza on the antioxidant metabolism of two pigeonpea genotypes under As （III） and （V） stress[J]. Environmental Science and Pollu?tion Research， 2019， 26（8）： 7821-7839.

[38] Garg N， Saroy K. Interactive effects of polyamines and arbuscular mycorrhiza in modulating plant biomass， N2 fixation， ureide， and trehalose metabolism in Cajanus cajan （L.） Millsp. genotypes under nickel stress[J]. Environmental Science and Pollution Research， 2020， 27（3）： 3043-3064.

[39] 秦麗鳳， 左方華， 段居琪， 等. 低磷與鋁毒脅迫對木豆根尖及其分泌的酸性磷酸酶活性的影響[J]. 廣西農業科學， 2006， 37（5）： 533-536.

[40] Sidhu S K， Kaur J， Singh S， et al. Phosphorus acquisition and utilization related variables of pigeonpea germplasm by correlation， principal component and path analysis approa?ches[J]. Agricultural Research Journal， 2018， 55（1）： 52.

[41] Sidhu S K， Kaur J， Singh S， et al. Variation of Morpho- physiological traits in geographically diverse pigeonpea [Cajanus cajan （L.） Millsp] germplasm under different phosphorus conditions[J]. Journal of Plant Nutrition， 2018， 41（10）： 1321-1332.

[42] 崔? 凱. 7種植物種子超干保存適宜方案選擇及其機制分析[D]. 北京： 中國林業科學研究院， 2008.

[43] 崔? 凱， 李? 昆， 孫永玉， 等. 云南元謀干熱河谷地區6種植物種子的抗逆生理特性[J]. 東北林業大學學報， 2008， 36（11）： 55-58.

[44] HUANG F， CHENG Y， CAO J H. Response of germination physiology of Cajanus cajan seeds to drought stress： com?p-ar?ison between Karst water and allogenic water treatments[J]. Journal of Resources and Ecology， 2015， 6（4）： 263-268.

[45] 姚? 娜， 史? 靜， 鄧素媛， 等. 干旱脅迫下幾種巖溶區適生灌木種子的萌發特性研究及抗旱性評價[J]. 草學， 2020（1）： 19-25.

[46] Duhan S， Kumari A， Bala S M， et al. Effects of waterlogging， salinity and their combination on stress indices and yield attributes in pigeonpea （Cajanus cajan L. Millsp.） genoty?pes[J]. Indian Journal of Plant Physiology， 2018， 23（1）： 65-76.

[47] Bansal R， Srivastava J P. Effect of waterlogging on photosynthetic and biochemical parameters in pigeonpea[J]. Russian Journal of Plant Physiology， 2015， 62（3）： 322-327.

[48] Kumutha D， Ezhilmathi K， Sairam R K， et al. Waterlogging induced oxidative stress and antioxidant activity in pigeon-pea genotypes[J]. Bilogia Plantarum， 2009， 53（1）： 75-84.

[49] Sai Y， Sreekanth M， Kumar D S， et al. Morphological and biochemical factors associated with resistance to Helicoverpa armigera （Hubner） and Maruca vitrata （Geyer） in Pigeo?np?ea[J]. Journal of Entomology and Zoology Studies， 2018， 6（2）： 3073-3078.

[50] Garg N， Sharma A. Role of putrescine （Put） in imparting salt tolerance through modulation of put metabolism， mycorr?hi?zal and rhizobial symbioses in Cajanus cajan （L.） Millsp[J]. Symbiosis， 2019， 79（1）： 59-74.

[51] Bhandari K， Sharma K D， Hanumantha R B， et al. Temperature sensitivity of food legumes： a physiological insight[J]. Acta Physiologiae Plantarum， 2017， 39（3）： 1-22.

[52] 陳? 超. 喀斯特地區飼用灌木抗旱抗寒性的生理生態學機制研究[D]. 北京： 中國農業大學， 2014.

[53] Gupta R. Tissue specific disruption of photosynthetic elect-ron transport rate in pigeonpea （Cajanus cajan L.） under elev?a?ted temperature[J]. Plant Signaling and Behavior， 2019， 14（6）： 1601952.

[54] 董碧瑩. 木豆MATE基因抗金屬脅迫作用解析[D]. 北京： 北京林業大學， 2019.

[55] Daspute A A， Kobayashi Y， Panda S K， et al. Charac?teri-zation of CcSTOP1; a C2H2-type transcription factor regul-ates Al tolerance gene in pigeonpea[J]. Planta， 2018， 247（1）： 201-214.

[56] 冼蕓軒. 用發根農桿菌介導轉化的方法探究木豆耐鋁基因的特性[D]. 南寧： 廣西大學， 2017.

[57] 喬? 光， 文曉鵬， 洪? 怡. 木豆抗旱相關基因CcGST1克隆與表達分析[J]. 西南林業大學學報（自然科學）， 2017， 37（4）： 1-7.

[58] 喬? 光， 文曉鵬， 丁貴杰. 木豆GDSL脂肪酶基因的克隆及表達分析[J]. 西南農業學報， 2017， 30（8）： 1720-1725.

[59] Priyanka B， Sekhar K， Reddy V D， et al. Expression of pige?o?npea hybrid-proline-rich protein encoding gene （CcHyPRP） in yeast and Arabidopsis affords multiple abiotic stress tolerance[J]. Plant Biotechnology Journal， 2010， 8（1）： 76-87.

[60] Kumar R R， Yadav S， Shrinivas D， et al. Transcriptome of pigeonpea roots under Water deficit analyzed by suppression subtractive hybridization[J]. Journal of Agricultural Science and Technology， 2015， 17： 1333-1345.

[61] Sinha P， Singh V K， Saxena R K， et al. Superior haplotypes for haplotype-based breeding for drought tolerance in pige-o?npea （Cajanus cajan L.）[J]. Plant Biotechnology Journal， 2020， 18（12）： 2482-2490.

[62] Song Z H， Niu L L， Yang Q， et al. Genome-wide identifi?ca-tion and characterization of UGT family in pigeonpea （Cajanus cajan） and expression analysis in abiotic stress[J]. Trees， 2019， 33（4）： 987-1002.

[63] Awana M， Jain N， Samota M K， et al. Protein and gene int-eg?ration analysis through proteome and transcriptome brings new insight into salt stress tolerance in pigeonpea （Cajanus cajan L.）[J]. International Journal of Biological Macrom?olecules， 2020， 164： 3589-3602.

[64] Singh A， Singh P K， Sharma A K， et al. Understanding the role of the WRKY gene family under stress conditions in pigeonpea （Cajanus cajan L.）[J]. Plants， 2019， 8（7）： 214.

[65] Song Z H， Dong B Y， Yang Q， et al. Screening of CBL genes in pigeon pea with focus on the functional analysis of CBL4 in abiotic stress tolerance and flavonoid biosynthe-sis[J]. Environmental and Experimental Botany， 2020， 177： 104102.

[66] Awana M， Yadav K， Rani K， et al. Insights into salt stress-induced biochemical， molecular and epigenetic regula?tion of spatial responses in pigeonpea （Cajanus cajan L.）[J]. Journal of Plant Growth Regulation， 2019， 38（4）： 1545-1561.

[67] Meitei A L， Bhattacharjee M， Dhar S， et al. Activity of defense related enzymes and gene expression in pigeon pea （Cajanus cajan） due to feeding of Helicoverpa armigera larvae[J]. Journal of Plant Interactions， 2018， 13（1）： 231-238.

[68] Das A， Datta S， Sujayanand G K， et al. Expression of chimeric Bt gene， Cry1Aabc in transgenic pigeonpea （cv. Asha） confers resistance to gram pod borer （Helicoverpa armigera Hubner.）[J]. Plant Cell， Tissue and Organ Culture， 2016， 127（3）： 705-715.

[69] Singh S， Kumar N R， Maniraj R， et al. Expression of Cry2Aa， a Bacillus thuringiensis insecticidal protein in transgenic pigeon pea confers resistance to gram pod borer， Helicoverpa armigera[J]. Scientific Reports， 2018， 8（1）： 1-12.

[70] Kumar S M， Kumar B K， Sharma K K， et al. Genetic transfo?rm?ation of pigeonpea with rice chitinase gene[J]. Plant Bree?ding， 2004， 123（5）： 485-489.

[71] Hussain K， Mungikar K， Kulkarni A， et al. Identification， char?a?c?terization and expression analysis of pigeonpea miRNAs in response to Fusarium wilt[J]. Gene， 2018， 653： 57-64.

[72] Liu C， Wu Y H， Liu Y X， et al. Genome-wide analysis of tandem duplicated genes and their contribution to stress resis?t?ance in pigeonpea （Cajanus cajan）[J]. Genomics， 2021， 113（1）： 728-735.

[73] Mir R R， Rather I A， Bhat M A， et al. Molecular mapping of genes and QTLs in pigeonpea[M]//Varshney R， Saxena R， Jackson S. The Pigeonpea Genome. Cham， Switzerland： Springer International Publishing， 2017： 55-64.

責任編輯：黃東杰