Rictor/mTORC2信號促進Kras突變癌細胞的增殖和致瘤性

【摘要】 目的 探索Rictor/哺乳動物雷帕霉素靶蛋白復合體2（Rictor/mTORC2）信號在Kras突變的腫瘤細胞中的表達情況及對癌細胞增殖和致瘤性的影響。方法 利用公共數據庫的泛癌種數據了解Kras和Rictor基因變異的頻率。通過Pearson相關性分析研究Kras和Rictor基因變異和基因表達的共表達趨勢。利用Kras突變的多種癌癥細胞模型，通過反義RNA序列下調Rictor基因的表達，分別通過CCK-8、克隆形成實驗了解Rictor/mTORC2信號通路對Kras突變的腫瘤細胞的增殖和致瘤性的影響。結果 公共數據庫分析顯示Kras和Rictor基因的變異頻率分別超過90%及30%，最常見于胰腺癌、肺癌、結腸癌和乳腺癌。一系列攜帶Kras基因突變以及Kras基因野生型的細胞株Rictor基因檢測結果中，Pearson相關性分析顯示Kras和Rictor基因變異呈正相關（均P lt; 0.05），mRNA表達水平存在共同變化趨勢；下調Rictor基因的表達可抑制Kras突變的癌細胞的增殖和致瘤能力（均P lt; 0.05）。結論 Rictor/mTORC2信號通路在Kras突變的癌細胞中明顯活化，并可促進Kras突變的癌細胞的增殖和致瘤性。

【關鍵詞】 Kras；Rictor；Kras突變的癌細胞；增殖；致瘤性

Rictor/mTORC2 signaling promotes proliferation and tumorigenicity of Kras mutant cancer cells

LAI Huiling， CHEN Shuqin

（Department of Obstetrics and Gynecology， the Sixth Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University， Guangzhou 510655， China）

Corresponding author， CHEN Shuqin， E-mail： chshqin@mail.sysu.edu.cn

【Abstract】 Objective To explore the expression profile of Rictor/mTORC2 in Kras mutant tumor cells and its effect on cell proliferation and tumorigenicity. Methods The frequency of Kras and Rictor gene variations was investigated by using pan-cancer data from public databases. The co-expression relationship between Kras and Rictor gene variations and their respective gene expressions was analyzed using Pearson correlation analysis. Multiple cancer cell models with Kras mutation were used to down-regulate the expression of Rictor gene through antisense RNA sequence， and the effects of Rictor/mTORC2 signaling pathway on the proliferation and tumorigenicity of Kras mutant tumor cells were investigated through CCK8 and clonal formation assays， respectively. Results The variation frequencies of Kras and Rictor genes exceeded 90% and 30%， respectively， most commonly occurring in pancreatic cancer， lung cancer， colon cancer and breast cancer. Rictor gene detection results in a series of cell lines carrying Kras gene mutation and wild-type Kras gene were obtained. Pearson correlation coefficient showed that Kras and Rictor gene variations were positively correlated （both P lt; 0.05）， and mRNA expression levels showed a common trend. Down-regulating Rictor gene expression could significantly inhibit the proliferation and tumorigenic ability of Kras mutant cancer cells （both P lt; 0.05）. Conclusion The Rictor/mTORC2 signaling pathway is obviously activated in Kras mutant cancer cells， and can promote the proliferation and tumorigenicity of Kras mutant cancer cells.

【Key words】 Kras； Rictor； Kras mutant cancer cell； Proliferation； Tumorigenicity

腫瘤的發生、發展受癌基因驅動。Ras是人類腫瘤中突變概率最高的癌基因，其中Kras作為Ras家族中的主要亞型，常見于多種致死性腫瘤，如胰腺癌（占比gt;90%）、結腸癌（占比約為50%）和肺癌（占比約為30%）［1］。然而，Kras信號通路具有十分復雜的調控網絡，并且Kras突變的腫瘤細胞對臨床藥物往往具備抵抗性，使得目前臨床上仍無治療Kras突變腫瘤的有效藥物和方法［2］。因此，若能發現Kras突變的腫瘤中的關鍵分子事件，將為腫瘤治療策略的研發提供非常有價值的思路［3］。

PI3K/Akt/mTOR信號通路的失調在人類癌癥中普遍存在，其過度激活可能促進癌癥的發生和進展［4］。下游蛋白哺乳動物雷帕霉素靶蛋白（mammalian target of rapamycin，mTOR）通過組成兩種不同的復合物mTOR復合體1（mTOR complex 1，mTORC1）和mTORC2而執行功能。研究提示部分腫瘤可能依賴于mTORC2活性，充分表明mTORC2可能具有mTORC1不具備的獨特功能［5-8］。Rictor/mTORC2的促瘤作用機制包括促進細胞生存信號、調節糖脂代謝和通過調節谷胱甘肽代謝維持細胞氧化還原穩態、促進細胞上皮-間充質轉化及細胞骨架變化等促進細胞耐藥和腫瘤轉移［9-11］。有學者在人類肺癌和黑色素瘤中均發現了Rictor基因本身的擴增［12-13］，也提示了Rictor/mTORC2信號在某些類型腫瘤細胞中可能具有重要作用。目前Rictor/mTORC2信號異常與Kras基因變異之間的相關性研究少，Rictor/mTORC2信號在Kras突變的癌細胞中執行的生物學功能仍不清晰。因此本研究將從公共數據庫出發，在泛癌種情況下尋找Kras和Rictor基因變異之間的相關性，并利用多種癌癥細胞株進一步研究mTORC2信號對Kras突變的腫瘤細胞中的增殖和致瘤性的影響，為潛在的藥物靶點的開發提供新的視角。

1 材料與方法

1.1 數據庫分析

該部分研究數據源自公共數據庫cBioPortal（https： //www.cbioportal.org/），選擇胰腺癌、肺癌、乳腺癌、結直腸癌已上傳的癌癥基因組圖譜（The Cancer Genome Atlas，TCGA）數據庫，提取包含突變變異、拷貝數變異、mRNA表達數據（相比于二倍體，z分數為2）和蛋白表達數據（相比于二倍體，z分數為2），鍵入基因名稱Kras、Rictor后提交查詢，通過Cancer Types Summary呈現基因變異頻率匯總；通過Mutual Exclusivity分析基因之間的共同變化趨勢；通過Plots呈現基因mRNA與基因拷貝數、基因突變的相關性；通過Co-expression分析兩個基因之間的共表達關系。

1.2 細胞系及細胞培養方法

人卵巢癌細胞株（TOV-21G、TOV-112D、A2780和CaOV3）、宮頸癌細胞株（C33A）、胰腺癌細胞株（Mia-paca2）、肺癌細胞株（A549）和乳腺癌細胞株（MDA-MB-231）均由華中科技大學同濟醫學院附屬同濟醫院馬丁院士實驗室饋贈。結直腸癌細胞株（HT-29、SW116、SW480、HCT116、SW620、RKO和DLD1）均由中山大學腫瘤防治中心謝丹教授實驗室饋贈。TOV-21G和TOV-112D使用培養基為MCDB105和199培養基（1∶1混合，美國Gibco）；A2780、CaOV3、C33A、Mia-paca2、A549、SW116、SW480、SW620、RKO和DLD1使用培養基為DMEM（美國Gibco）；HT-29和HCT116使用培養基為RPMI Medium 1640（美國Gibco）；均添加10%胎牛血清以及10 U/mL鏈霉素-青霉素。

1.3 細胞轉染

針對Rictor基因的反義RNA序列購自銳博生物，貨號SIGS0016785-1，通過蛋白水平驗證轉染效率，選出2條獨立的轉染效率超過80%的RNA序列用于后續細胞實驗，分別標記為SiRictor 1#和SiRictor 2#，其陰性對照標記為SiCtrl，將SiCtrl分別與SiRictor 1#和SiRictor 2#進行對比分析。轉染過程：接種細胞于6孔細胞培養板中使次日細胞融合度為30%～40%；轉染前每孔更換新鮮培養基

1.5 mL，分別用250 μL Opti-MEM培養基稀釋

3.75 μL Lipo3000（美國Life Technologies）和10 μL

siRNA儲存液（20 μmol/L，購自廣州市銳博生物科技有限公司），混勻靜置5 min后將兩者混合，靜置20 min后加入細胞培養孔板中混勻，培養24 h

后更換新鮮的培養基以減少轉染試劑的細胞毒性，72 h后進行后續檢測。

1.4 蛋白質免疫印跡法

收集細胞干沉淀加入適量蛋白裂解液（RIPA裂解液加入適量的Cocktail工作液）進行裂解提取總蛋白質；以二喹啉甲酸（bicinchoninic acid，BCA）法測定蛋白濃度后加入蛋白載樣緩沖液，加熱使蛋白充分變性后冷卻待用。使用小分子凝膠，加入蛋白樣品后進行十二烷基硫酸鈉聚丙烯酰胺凝膠（sodium dodecyl sulfate polyacrylamide gel electrophoresis，SDS-PAGE）電泳，適時停止電泳后轉印至聚偏氟乙烯（polyvinylidene fluoride，PVDF）膜。轉印后的PVDF膜浸泡于含5%BSA的Tris鹽緩沖液中1 h進行非特異性封閉。后將其浸泡于配制好的一抗中置于4℃過夜孵育；次日取出PVDF膜清洗后與稀釋好的二抗孵育1 h；洗滌后使用化學發光底物（enhanced chemiluminescence，ECL）顯像底物在ChemiDocTMXRS+成像系統顯像獲得圖片。

1.5 細胞增殖測定

取對數生長期的各組細胞消化制備單細胞懸液，計數后稀釋至5×104/mL。每組設置5個復孔，每孔加入100 μL經稀釋的細胞懸液，12～24 h后進行相應處理。檢測時吸出各孔培養基，加入含10%體積CCK-8試劑的培養基，培養2 h后放入酶標儀檢測，波長設置為450 nm。

1.6 平板克隆形成實驗

取對數生長期的各組細胞，消化制備單細胞懸液，稀釋后以每皿100個細胞接種于含有完全培養基的培養皿中。培養2～3周，當培養皿中出現肉眼可見的克隆時終止培養。棄上清液，用PBS浸洗后加4%多聚甲醛固定細胞15 min，棄固定液，加適量結晶紫染色液染色15 min，流水洗去染色液后置于空氣中干燥。光學顯微鏡下觀察。

1.7 統計學方法

所有的原始數據的處理和統計分析均在SPSS 19.0軟件中實現。計量資料采用Shapiro-Wilk進行正態性檢驗。兩個連續隨機變量呈正態分布或近似正態分布時，它們之間的線性相關性分析采用Pearson相關性分析，樣本的Pearson相關系數用r表示，當|r|≥0.7，為高度相關；當0.4≤|r|lt;0.7，為中度相關；當0.2≤|r|lt;0.4，為弱相關性；當0lt;|r|lt;0.2，為極弱相關或無相關性。2組間比較采用獨立樣本t檢驗，多組間比較采用單因素方差分析，兩兩比較行LSD-t檢驗。雙側P lt; 0.05為差異有統計學意義。

2 結 果

2.1 Kras與Rictor基因變異在多種癌癥中普遍存在

通過在線公共數據庫cBioPortal（https： //www.cbioportal.org/）進行癌癥Kras基因和Rictor基因的變異分析。Kras基因變異包括基因突變，片段擴增和片段刪除。Kras基因的變異可見于超過90%的胰腺癌，其次常見于結直腸癌、肺腺癌和乳腺癌（圖1A）。Rictor基因變異在以上癌種中也普遍存在，其中最常見的變異類型是基因擴增，常見于肺癌、乳腺癌和胰腺癌中（圖1B）。

2.2 Kras與Rictor基因變異存在共同發生趨勢

由于Kras基因與Rictor基因變異的普遍性，本研究進一步探索兩者的共同發生的趨勢。分析胰腺癌的TCGA數據庫發現，Kras基因的各類變異頻率達85%，而Rictor基因的各類變異頻率為35%，兩者表現出共同發生的趨勢（圖2A～C）。在胰腺癌中，Kras基因的mRNA表達水平隨著基因拷貝數的增加而顯著增加（圖2D）。Kras和Rictor基因的mRNA表達水平在胰腺癌、結腸癌、乳腺癌中均呈現較強相關性（圖2E）。以肺癌中是否攜帶Kras基因突變二分類，Kras突變的樣本中Rictor mRNA水平高于Kras野生型的樣本（圖2F）。在胰腺癌中，隨著Kras拷貝數增加，Rictor基因的mRNA表達增加（圖2F）。Kras基因變異和Rictor基因變異存在共同發生趨勢。

2.3 在Kras突變細胞中下調Rictor表達可抑制細胞增殖

為進一步在細胞株上驗證Kras基因變異與Rictor基因表達的關系，本研究檢測了一系列攜帶Kras基因突變以及Kras基因野生型的細胞株Rictor基因的表達水平。Kras基因突變的細胞株相比于Kras基因野生型的細胞株，往往具有更高水平的Rictor蛋白表達。相對定量后通過Pearson相關性分析發現，Kras突變與Rictor基因表達增加表現出較強的相關性（r = 0.657，P = 0.011，圖3A）。設計2條針對Rictor基因的反義RNA序列用于下調Rictor基因的表達，轉染Kras突變的細胞株（A549、Mia-paca2和MDA-MB-231）后，Rictor蛋白的表達降低（圖3B）。在這3株細胞中下調Rictor基因表達后，細胞增殖速度均明顯減慢，表明抑制Rictor基因的表達可以抑制Kras突變癌細胞的增殖（圖3C）。

2.4 下調Rictor表達可抑制Kras突變癌細胞的致瘤能力

使用反義RNA序列下調Kras突變的細胞系（A549、Mia-paca2和MDA-MB-231）中Rictor基因的表達后，結果顯示腫瘤細胞形成克隆的能力降低（圖4），反映了腫瘤細胞的致瘤能力受到抑制。

3 討 論

本研究對公共數據庫泛癌種的基因變異數據結果顯示，Kras基因和Rictor基因變異存在普遍性，并且兩者存在共同改變的趨勢。研究進一步利用多種癌癥細胞學模型驗證，證實Kras突變的腫瘤細胞中往往存在Rictor/mTORC2信號通路的活化。在Kras突變的腫瘤細胞中通過反義干擾RNA序列降低Rictor基因表達后，Kras突變的腫瘤細胞增殖能力減弱，腫瘤細胞的成瘤能力受到抑制。

Ras基因被認為是人類癌癥的主要驅動基因［14］。不同的實體腫瘤與不同類型的Ras突變相關，其中Kras是最常見的突變類型。本研究中，Kras基因變異普遍存在于多種癌癥類型，在胰腺癌中變異頻率高達90%，在結直腸癌中高達40%～60%，在肺癌中達20%～40%，在乳腺癌中約為5%～10%，這與既往的研究基本一致［15］。Rictor基因變異常見于乳腺癌、結直腸癌、肺癌和胰腺癌，其中最常見的是乳腺癌和肺癌中的Rictor基因擴增，這也與既往的研究基本一致［16-18］。Kras和Rictor基因變異的常見癌種類型基本一致，強烈提示了兩者的共同變異趨勢。本研究更細致地從基因拷貝數變化、基因變異、基因表達等層面分析兩者的關系，結果發現Kras和Rictor的基因表達水平呈正相關，這揭示了Rictor/mTORC2信號通路的活化在Kras突變的癌癥中存在普遍性，并且可能介導了腫瘤細胞獨特的惡性生物學行為。

Kras蛋白是一種小三磷酸鳥苷（guanosine triphosphate，GTP）酶，連接細胞膜生長因子受體和細胞內信號通路和轉錄因子，促進細胞的增殖和存活，還可與其他癌基因或者抑癌基因協同作用介導細胞分泌與腫瘤微環境形成信息交流，促進炎癥表型和免疫逃逸［19-20］。靶向Kras基因的治療策略研究目前主要研究集中于同一途徑的上下游蛋白，特別是Ras調節分子或Ras特異性合成致死介質［21-22］。但是由于Ras通路存在多重內在的并行逃逸機制，這種方法截至目前并沒有取得突破性的成果［23-24］。如果能發現Kras基因變異驅動的腫瘤細胞中的關鍵分子事件，將對研發靶向Kras基因的藥物提供重要依據［25］。本研究揭示的Kras基因和Rictor基因共同變異趨勢，使Rictor/mTORC2信號通路有望成為Kras突變的難治性腫瘤治療策略開發的潛力靶點。

本研究通過多種癌癥的細胞模型，確證了攜帶Kras基因突變的細胞存在Rictor/mTORC2的高表達，但Rictor/mTORC2是否影響Kras基因驅動的癌癥細胞的關鍵分子事件仍缺少文獻報道。通過反義RNA序列下調Rictor基因表達證明Rictor/mTORC2信號活化在Kras突變的腫瘤細胞的增殖和成瘤能力方面的重要作用。近年來研究表明Kras癌基因可通過細胞代謝重塑［26］，包括營養素攝取、糖酵解、谷氨酰胺水解、脂肪酸合成、谷胱甘肽合成和核苷酸合成增加等［7， 21-31］。以上大部分研究均集中于特定癌癥類型，缺少泛癌種的研究結果。Rictor/mTORC2信號是否在Kras突變腫瘤的以上生物學進程中發揮重要作用或者介導其他的生物學功能值得進一步深入研究。Rictor/mTORC2通過調節轉錄因子FoxO的乙酰化和上調c-myc表達，控制糖代謝而促進腦膠質瘤的腫瘤細胞增殖和腫瘤生長［32］。有學者聯合應用蛋白質組學、脂質組學和代謝組學分析，運用mTOR誘導的小鼠模型證明了mTORC2促進脂肪酸和脂質合成，從而導致脂肪肝和肝癌的發生和發展［8］。近年研究指出，Rictor/mTORC2是腫瘤細胞代謝重組的關鍵整合點［33］。但Rictor/mTORC2介導的生物學功能與Kras癌基因驅動的促瘤分子信號、代謝進程密切相關仍不清晰，若能闡明其中具體的分子機制將為后續靶向Kras突變的腫瘤治療提供新的研究視角。

綜上所述，Rictor/mTORC2信號通路在Kras突變的癌細胞中活化，并可促進Kras突變的癌細胞的增殖和致瘤性。本研究基于實驗現象，有較全面的理論基礎，但仍需要進一步完善：一是Rictor/mTORC2信號促進Kras突變的癌細胞的惡性生物學行為的具體機制仍需要闡明；二是需增加正義表達的功能實驗去證實上下游關系的調控關系。

利益沖突聲明：本研究未受到企業、公司等第三方資助，不存在潛在利益沖突。

參 考 文 獻

［1］ BUSCAIL L， BOURNET B， CORDELIER P. Role of oncogenic KRAS in the diagnosis， prognosis and treatment of pancreatic cancer［J］. Nat Rev Gastroenterol Hepatol， 2020， 17（3）： 153-168. DOI： 10.1038/s41575-019-0245-4.

［2］ KLOMP J A， KLOMP J E， STALNECKER C A， et al. Defining the KRAS- and ERK-dependent transcriptome in KRAS-mutant cancers［J］. Science， 2024， 384（6700）： eadk0775. DOI： 10.1126/science.adk0775.

［3］ HOSSAIN M A. Targeting the RAS upstream and downstream signaling pathway for cancer treatment［J］. Eur J Pharmacol， 2024， 979： 176727. DOI： 10.1016/j.ejphar.2024.176727.

［4］ YIN X， WANG J， GE M， et al. Designing small molecule PI3Kγ inhibitors： a review of structure-based methods and computational approaches［J］. J Med Chem， 2024， 67（13）： 10530-10547. DOI： 10.1021/acs.jmedchem.4c00347.

［5］ DRISCOLL D R， KARIM S A， SANO M， et al. mTORC2 signaling drives the development and progression of pancreatic cancer［J］. Cancer Res， 2016， 76（23）： 6911-6923. DOI： 10.1158/0008-5472.can-16-0810.

［6］ MORRISON JOLY M， HICKS D J， JONES B， et al. Rictor/mTORC2 drives progression and therapeutic resistance of HER2-amplified breast cancers［J］. Cancer Res， 2016， 76（16）： 4752-4764. DOI： 10.1158/0008-5472.can-15-3393.

［7］ KERR E M， GAUDE E， TURRELL F K， et al. Mutant Kras copy number defines metabolic reprogramming and therapeutic susceptibilities［J］. Nature， 2016， 531（7592）： 110-113. DOI： 10.1038/nature16967.

［8］ GURI Y， COLOMBI M， DAZERT E， et al. mTORC2 promotes tumorigenesis via lipid synthesis［J］. Cancer Cell， 2017， 32（6）： 807-823.e12. DOI： 10.1016/j.ccell.2017.11.011.

［9］ CHEN X， CHENG H， PAN T， et al. mTOR regulate EMT through RhoA and Rac1 pathway in prostate cancer［J］. Mol Carcinog， 2015， 54（10）： 1086-1095. DOI： 10.1002/mc.22177.

［10］ GAO Q， HOU Y， LI Z， et al. mTORC2 regulates hierarchical micro/nano topography-induced osteogenic differentiation via promoting cell adhesion and cytoskeletal polymerization ［J］. J Cell Mol Med， 2021， 25（14）： 6695-6708. DOI： 10.1111/jcmm.

16672.

［11］ MARAFIE S K， AL-MULLA F， ABUBAKER J. mTOR： its critical role in metabolic diseases， cancer， and the aging process［J］. Int J Mol Sci， 2024， 25（11）： 6141. DOI： 10.3390/ijms25116141.

［12］ CHENG H， ZOU Y， ROSS J S， et al. RICTOR amplification defines a novel subset of patients with lung cancer who may benefit from treatment with mTORC1/2 inhibitors［J］. Cancer Discov， 2015， 5（12）： 1262-1270. DOI： 10.1158/2159-8290.CD-14-0971.

［13］ HILKE F J， SINNBERG T， GSCHWIND A， et al. Distinct mutation patterns reveal melanoma subtypes and influence immunotherapy response in advanced melanoma patients［J］. Cancers， 2020， 12（9）： 2359. DOI： 10.3390/cancers12092359.

［14］ LAVOIE H， GAGNON J， THERRIEN M. ERK signalling： a master regulator of cell behaviour， life and fate［J］. Nat Rev Mol Cell Biol， 2020， 21（10）： 607-632. DOI： 10.1038/s41580-020-0255-7.

［15］ WU X， SONG W， CHENG C， et al. Small molecular inhibitors for KRAS-mutant cancers［J］. Front Immunol， 2023， 14： 1223433. DOI： 10.3389/fimmu.2023.1223433.

［16］ SZALAI F， SZTANKOVICS D， KRENCZ I， et al. Rictor-a mediator of progression and metastasis in lung cancer［J］. Cancers， 2024， 16（3）： 543. DOI： 10.3390/cancers16030543.

［17］ GKOUNTAKOS A， PILOTTO S， MAFFICINI A， et al. Unmasking the impact of rictor in cancer： novel insights of mTORC2 complex［J］. Carcinogenesis， 2018， 39（8）： 971-980. DOI： 10.1093/carcin/bgy086.

［18］ ZHAO D， JIANG M， ZHANG X， et al. The role of RICTOR amplification in targeted therapy and drug resistance［J］. Mol Med， 2020， 26（1）： 20. DOI： 10.1186/s10020-020-0146-6.

［19］ KIM D， XUE J Y， LITO P. Targeting KRAS（G12C）： from inhibitory mechanism to modulation of antitumor effects in patients［J］. Cell， 2020， 183（4）： 850-859. DOI： 10.1016/j.cell.2020.09.044.

［20］ ZHANG Y， MA J A， ZHANG H X， et al. Cancer vaccines： targeting KRAS-driven cancers［J］. Expert Rev Vaccines， 2020， 19（2）： 163-173. DOI： 10.1080/14760584.2020.1733420.

［21］ MOLINA-ARCAS M， SAMANI A， DOWNWARD J. Drugging the undruggable： advances on RAS targeting in cancer［J］. Genes， 2021， 12（6）： 899. DOI： 10.3390/genes12060899.

［22］ LU X， JIN J， WU Y， et al. Progress in RAS-targeted therapeutic strategies： from small molecule inhibitors to proteolysis targeting chimeras［J］. Med Res Rev， 2024， 44（2）： 812-832. DOI： 10.1002/med.21993.

［23］ SERNA-BLASCO R， SANZ-áLVAREZ M， AGUILERA ó， et al. Targeting the RAS-dependent chemoresistance： the Warburg connection［J］. Semin Cancer Biol， 2019， 54： 80-90. DOI： 10.1016/j.semcancer.2018.01.016.

［24］ GONG X， DU J， PENG R W， et al. CRISPRing KRAS： a winding road with a bright future in basic and translational cancer research［J］. Cancers， 2024， 16（2）： 460. DOI： 10.3390/cancers16020460.

［25］ MUKHOPADHYAY S， VANDER HEIDEN M G， MCCORMICK F. The metabolic landscape of RAS-driven cancers from biology to therapy［J］. Nat Cancer， 2021， 2（3）： 271-283. DOI： 10.1038/s43018-021-00184-x.

［26］ KERK S A， PAPAGIANNAKOPOULOS T， SHAH Y M， et al. Metabolic networks in mutant KRAS-driven tumours： tissue specificities and the microenvironment［J］. Nat Rev Cancer， 2021， 21（8）： 510-525. DOI： 10.1038/s41568-021-00375-9.

［27］ MOLDOGAZIEVA N T， MOKHOSOEV I M， TERENTIEV A A. Metabolic heterogeneity of cancer cells： an interplay between HIF-1， GLUTs， and AMPK［J］. Cancers， 2020， 12（4）： 862. DOI： 10.3390/cancers12040862.

［28］ PUPO E， AVANZATO D， MIDDONTI E， et al. KRAS-driven metabolic rewiring reveals novel actionable targets in cancer［J］. Front Oncol， 2019， 9： 848. DOI： 10.3389/fonc.2019.00848.

［29］ SON J， LYSSIOTIS C A， YING H， et al. Glutamine supports pancreatic cancer growth through a KRAS-regulated metabolic pathway［J］. Nature， 2013， 496： 101-105. DOI： 10.1038/nature12040.

［30］ GUO J Y， WHITE E. Autophagy is required for mitochondrial function， lipid metabolism， growth， and fate of KRAS（G12D）-driven lung tumors［J］. Autophagy， 2013， 9（10）： 1636-1638. DOI： 10.4161/auto.26123.

［31］ SANTANA-CODINA N， ROETH A A， ZHANG Y， et al. Oncogenic KRAS supports pancreatic cancer through regulation of nucleotide synthesis［J］. Nat Commun， 2018， 9（1）： 4945. DOI： 10.1038/s41467-018-07472-8.

［32］ MASUI K， TANAKA K， AKHAVAN D， et al. mTOR complex 2 controls glycolytic metabolism in glioblastoma through FoxO acetylation and upregulation of c-Myc［J］. Cell Metab， 2013，

18（5）： 726-739. DOI： 10.1016/j.cmet.2013.09.013.

［33］ MASUI K， HARACHI M， CAVENEE W K， et al. mTOR complex 2 is an integrator of cancer metabolism and epigenetics［J］. Cancer Lett， 2020， 478： 1-7. DOI： 10.1016/j.canlet.2020.03.001.

（責任編輯：林燕薇）