神經突起生長抑制劑Nogo-A在缺血性腦卒中后血管再生中的研究進展

[摘要] 缺血性腦卒中是一種復雜的中樞神經系統血管性疾病，具有高發病率、高致殘率和高死亡率的特點。缺血性腦卒中的病理生理過程涉及多種機制。腦缺血再灌注后的局部缺血缺氧導致組織細胞損傷，尤其引發神經元損傷和軸突生長抑制，對運動和認知功能產生嚴重影響。血管再生是缺血性腦卒中后組織修復的重要環節，有助于恢復缺血區域的血液供應，減少神經元損傷。近年來，信號分子在血管再生過程中的作用受到廣泛關注，其中神經突起生長抑制劑Nogo-A在缺血性腦卒中后血管再生中的作用成為研究熱點。本文詳細綜述Nogo-A在缺血性腦卒中后血管再生方面的研究進展。

[關鍵詞] 缺血性腦卒中；神經突起生長抑制劑Nogo-A；血管再生

[中圖分類號] R743.3 """"""[文獻標識碼] A """""[DOI] 10.3969/j.issn.1673-9701.2025.23.025

神經突起生長抑制劑Nogo-A是一種髓磷脂抑制因子，最初發現其具有抑制中樞神經系統神經元軸突再生的作用^[1]。然而后續研究表明Nogo-A不僅影響神經纖維的生長，還參與調節大腦中血管的生長。這一發現為缺血性腦卒中的治療提供新視角。本文對Nogo-A在缺血性腦卒中后血管再生方面的研究進展進行綜述。

1" Nogo-A的結構特點

Nogo-A是網狀蛋白（reticulon，RTN）家族成員之一，由RTN4基因編碼，是1個含有1200個氨基酸的跨膜蛋白，其C端含有1個內質網膜蛋白結構域^[2]。Nogo-A包含3個主要的結構功能域：Nogo-66、NiG-A20和Nogo-A分子氨基端，含有1個較大的胞外跨膜結構域和1個較短的胞內跨模結構域。

2" Nogo-A在神經系統中的功能

2.1" 調節內質網形態和功能

Nogo-A具有異常的膜關聯和拓撲結構，主要存在于內質網中，其在調節內質網形態和功能中起重要作用^[3]。這一功能有助于維持神經元的正常結構和功能。Nogo-A通過調節內質網上的核糖體受體影響內質網的結構。研究發現Nogo-A可與多種神經遞質受體相互作用，進而影響內質網的形態^[4]。當Nogo-A表達水平升高時，內質網的管網結構變得更加密集和復雜；而當Nogo-A表達水平降低時，內質網的管網結構則變得稀疏。內質網是一個高度動態的細胞器，其形態和結構根據細胞的需要不斷調整。Nogo-A可調節內質網的動態變化，使其在細胞生長、分化和應激過程中保持適當形態。

2.2" 參與突觸可塑性調節及突觸生長抑制

在大腦發育過程中，Nogo-A的表達有助于限制神經元突起的生長，維持神經網絡的穩定性。研究表明Nogo-A可限制成年人中樞神經系統的可塑性，通過影響神經遞質受體（谷氨酸受體等）動力學調節突觸棘結構和興奮性傳遞，對發育和損傷過程中的突觸可塑性產生重要影響^[5]。Nogo-A通過與細胞外基質蛋白發生相互作用抑制突觸生長。研究發現Nogo-A與細胞外基質蛋白如層黏連蛋白、纖維連接蛋白等結合，阻礙突觸生長錐的形成和神經元突起的延伸^[6]。

2.3" 影響神經元生長分化和突觸功能

神經元分化是生物體內神經系統發育的關鍵過程，涉及神經元從幼稚狀態向成熟狀態的轉變。許多細胞內外因素共同參與調控，這一過程確保神經系統的正常發育。Nogo-A通過與神經生長錐表面的受體相互作用，抑制神經元軸突的生長。研究發現Nogo-A與神經生長錐表面的NgR1受體結合，激活Ras同源基因家族成員（Ras homologous gene family member，Rho）A信號通路，導致生長錐收縮、軸突生長抑制^[7]。在神經元分化過程中，Nogo-A對神經元的分化方向具有調控作用。Nogo-A可抑制神經元向損傷部位生長，促進神經元向損傷部位以外的區域生長，進而影響神經再生。Nogo-A參與突觸后膜蛋白的分布和運輸。研究發現Nogo-A與突觸后致密區95等突觸后膜蛋白相互作用，影響這些蛋白在突觸后的分布，進而影響突觸的功能^[8]。Nogo-A參與神經遞質的釋放。研究發現Nogo-A與突觸囊泡蛋白、鈣通道等神經遞質釋放相關蛋白相互作用，影響神經遞質的釋放過程^[9]。

2.4" 參與神經疾病的發生與發展

Nogo-A及其受體不僅參與神經再生的抑制，還與多種神經系統疾病的發生和發展密切相關，如阿爾茨海默病（Alzheimer’s disease，AD）、帕金森病（Parkinson’s disease，PD）和創傷后應激障礙等^[10]。在這些疾病中，Nogo-A的異常表達或功能失調可導致突觸可塑性異常，進而引發神經功能障礙。Nogo-A在AD患者腦內表達水平升高，與Tau蛋白的過度磷酸化密切相關。過度磷酸化的Tau蛋白導致神經元微管結構破壞，軸突生長受阻，加重神經元損傷。Nogo-A的異常表達參與AD的發生和發展^[11]。Nogo-A通過抑制軸突生長和再生，加劇多巴胺神經元損傷，進一步加重PD癥狀^[12]。Nogo-A作為一種重要的神經疾病相關蛋白，在神經疾病的發生和發展中扮演關鍵角色。

3" Nogo-A在正常血管發育中的作用

3.1" 對血管內皮細胞的影響

在胚胎血管發育過程中，Nogo-A可影響內皮細胞的遷移能力。研究發現Nogo-A通過調節內皮細胞內的肌動蛋白骨架重排，影響細胞的運動性^[13]；其機制與Nogo-A調節Rho鳥苷三磷酸酶家族成員的活性有關^[14]。Nogo-A對內皮細胞的增殖也有一定的調控作用。在體外培養的內皮細胞中，Nogo-A可通過影響細胞周期相關蛋白的表達，如抑制細胞周期蛋白D1的表達，減緩內皮細胞的增殖速度^[15]。這一調控機制有助于維持血管內皮細胞在正常發育過程中的數量平衡。

3.2" 在血管平滑肌細胞中的作用

Nogo-A參與血管平滑肌細胞的分化過程。在血管發育過程中，Nogo-A可通過調節平滑肌α-肌動蛋白等平滑肌細胞特異性基因的表達，促進平滑肌細胞從祖細胞向成熟平滑肌細胞分化^[16]。Nogo-A還與平滑肌細胞的收縮功能有關。Nogo-A可影響平滑肌細胞內鈣離子的濃度和分布，從而調節平滑肌細胞的收縮和舒張^[17]。這對維持正常血管的張力和血流動力學穩定具有重要意義。

4" 缺血性腦卒中后Nogo-A的表達變化

4.1" 在腦缺血不同區域的表達差異

缺血性腦卒中發生后，缺血核心區Nogo-A的表達呈復雜變化。早期研究發現缺血核心區Nogo-A的表達在短時間內升高，這是由于缺血損傷導致細胞應激反應，促使Nogo-A的合成和釋放增加^[18]。缺血半暗帶是缺血性腦卒中治療的關鍵區域。在該區域，Nogo-A的表達也會發生變化。隨著缺血時間的延長，缺血半暗帶的Nogo-A表達逐漸增加，這與局部微環境的改變有關^[19]。

4.2" 在不同細胞類型中Nogo-A表達的變化

缺血性腦卒中后，神經元中的Nogo-A表達水平升高^[20]。神經元作為神經系統的基本功能單位，其Nogo-A表達水平的變化不僅影響自身的存活和再生，還可通過旁分泌或細胞間相互作用影響周圍的血管細胞。神經元釋放的Nogo-A與血管內皮細胞表面的受體結合，影響內皮細胞的血管生成功能。膠質細胞（如星形膠質細胞和小膠質細胞）在缺血性腦卒中后可以變Nogo-A表達水平。星形膠質細胞在缺血損傷后可上調Nogo-A表達，對神經元的再生產生抑制作用，另一方面也可影響血管再生^[21]。小膠質細胞作為中樞神經系統的免疫細胞，Nogo-A表達變化與炎癥反應和組織修復過程相關。

5" Nogo-A影響缺血性腦卒中后血管再生的機制

5.1" 對內皮細胞功能的影響

Nogo-A可影響內皮細胞中血管生成因子的表達^[22]。Nogo-A可抑制血管內皮生長因子（vascular endothelial growth factor，VEGF）的表達。研究發現Nogo-A可通過抑制VEGF基因轉錄或促進VEGF信使RNA的降解降低VEGF水平，抑制內皮細胞的血管生成能力^[23]。在缺血性腦卒中后，Nogo-A還可影響內皮細胞的遷移和管形成能力。通過與內皮細胞表面的受體結合，Nogo-A激活下游信號通路，如RhoA/ROCK通路，導致內皮細胞肌動蛋白骨架重排異常，從而抑制內皮細胞的遷移^[24]。在內皮細胞管形成實驗中，Nogo-A處理后的內皮細胞難以形成完整的管狀結構，表明Nogo-A對內皮細胞的管形成能力具有抑制作用^[25]。

5.2" 對平滑肌細胞的影響

在缺血性腦卒中后的血管再生過程中，Nogo-A影響平滑肌細胞的增殖和遷移。Nogo-A可通過調節平滑肌細胞內的信號分子，減緩平滑肌細胞的增殖速度。對平滑肌細胞的遷移，Nogo-A可改變細胞外基質成分的分布和細胞與基質的黏附性，阻礙平滑肌細胞向缺血區域遷移^[26]。Nogo-A對血管壁重構也有重要影響，可通過影響平滑肌細胞的分化和細胞外基質的合成與降解，干擾血管壁的正常重構過程。

5.3" 與炎癥反應的相互作用

缺血性腦卒中后可發生炎癥反應，Nogo-A與炎癥反應存在相互作用。Nogo-A可調節炎癥細胞因子的表達，如腫瘤壞死因子-α和白細胞介素-1β等^[27]。Nogo-A可通過影響炎癥細胞的功能，促使這些細胞釋放更多的炎癥細胞因子；而炎癥細胞因子也可反向調節Nogo-A的表達，形成正反饋環，加重缺血性腦損傷并抑制血管再生。Nogo-A還對炎癥細胞的趨化作用有影響。在缺血性腦卒中后的腦組織中，Nogo-A可改變炎癥細胞趨化因子的表達或分布，影響炎癥細胞向缺血區域的遷移。炎癥細胞的過度聚集可加重局部炎癥反應，同時也可抑制血管再生相關細胞的功能。

6" 基于Nogo-A干預缺血性腦卒中后血管再生的潛在策略

6.1" Nogo-A抗體的應用

在體外細胞實驗中，Nogo-A抗體可有效中和Nogo-A的活性。在內皮細胞培養體系中加入Nogo-A抗體后，內皮細胞的遷移和管形成能力得到顯著改善。這是因為Nogo-A抗體可阻斷Nogo-A與內皮細胞表面受體的結合，解除Nogo-A對內皮細胞功能的抑制作用^[28]。Nogo-A抗體治療在缺血性腦卒中動物模型中也顯示出一定的治療效果。研究發現Nogo-A抗體治療可增加缺血區域的血管密度，促進血管再生^[29]。同時，Nogo-A抗體還可減輕缺血性腦卒中后的神經功能損傷，通過改善血管再生，進而改善局部腦組織的血液供應和營養支持。

6.2" 小分子抑制劑的開發

小分子抑制劑可通過與Nogo-A的特定結構域結合，抑制其功能^[30]。小分子抑制劑作為一類可靶向作用于蛋白、降低蛋白活性或阻礙生化反應的有機化合物分子（分子量一般lt;1kDa），可直接與Nogo-A這樣的靶蛋白結合。通過和底物競爭、改變蛋白結構或阻礙蛋白構型構象轉變，小分子抑制劑可有效降低Nogo-A的活性，進而抑制其功能。這種機制在神經再生與修復的研究中具有潛在的應用價值，可為治療中樞神經系統損傷提供新策略。

7" 面臨的挑戰

7.1" 治療的安全性問題

在開發針對Nogo-A的治療策略時，一個重要的挑戰是治療的安全性。Nogo-A在正常神經系統和血管系統中具有一定的生理功能，如維持神經軸突的正常生長抑制及血管的正常發育與功能穩定^[31]。因此在抑制Nogo-A以促進缺血性腦卒中后血管再生的同時，需避免對正常生理功能產生不良影響。過度抑制Nogo-A可導致神經軸突的異常生長和分支，引起神經系統功能紊亂^[32]。除對正常生理功能產生影響外，干預Nogo-A還存在其他潛在不良反應。Nogo-A抗體或小分子抑制劑可引發免疫反應，尤其是在長期使用的情況下^[33]。此外這些干預措施將影響其他與Nogo-A相關信號通路或分子的正常功能，產生不可預見的不良反應。

7.2" 臨床轉化的困難

將基于Nogo-A的治療策略從動物模型轉化為臨床應用面臨諸多困難。動物模型雖能模擬缺血性腦卒中的部分特征，但與人類疾病仍存在差異。如動物的腦血管解剖結構、生理功能及疾病的發生發展過程與人類不完全相同，這導致在動物實驗中有效的治療方法在人類患者中可能效果不佳。設計和實施針對Nogo-A干預的臨床試驗也是挑戰之一。由于缺血性腦卒中患者的個體差異較大，年齡、基礎疾病、發病時間等因素都可影響治療效果，因此需要制定合理的臨床試驗方案，包括患者的入選標準、治療劑量、治療時間窗等。

8" 小結與展望

Nogo-A對缺血性腦卒中后的血管再生發揮重要作用。Nogo-A的表達在缺血性腦卒中后發生變化，并通過多種機制影響血管內皮細胞、平滑肌細胞的功能及炎癥反應等，對血管再生產生抑制作用。基于Nogo-A干預的潛在策略，如Nogo-A抗體和小分子抑制劑的應用為缺血性腦卒中的治療找到新的方向。然而在將這些策略應用于臨床治療前，還需克服治療安全性和臨床轉化等方面的諸多挑戰。未來，深入研究Nogo-A在缺血性腦卒中后血管再生中的作用機制，開發更加安全有效的干預措施，將有助于改善缺血性腦卒中患者的預后。

利益沖突：所有作者均聲明不存在利益沖突。

[參考文獻]

[1]"" SEKINE Y， LINDBORG J A， STRITTMATTER S M. A proteolytic C-terminal fragment of Nogo-A （reticulon-4A） is released in exosomes and potently inhibits axon regeneration[J]. J Biol Chem， 2020， 295（8）： 2175–2183.

[2]"" PETRATOS S， THEOTOKIS P， KIM M J， et al. That's a wrap！ Molecular drivers governing neuronal Nogo receptor-dependent myelin plasticity and integrity[J]. Front Cell Neurosci， 2020， 14： 227.

[3]"" R?M? O， KUMAR D， GUCCIARDO E， et al. NOGO-A/RTN4A and NOGO-B/RTN4B are simultaneously expressed in epithelial， fibroblast and neuronal cells and maintain ER morphology[J]. Sci Rep， 2016， 6： 35969.

[4]"" BONGIORNO D， PETRATOS S. Molecular regulation of Nogo-A in neural cells： Novel insights into structure and function[J]. Int J Biochem Cell Biol， 2010， 42（7）： 1072–1075.

[5]"" WANG Y， HE L， HUANG J， et al. Association of Nogo-A gene polymorphisms with cerebral palsy in southern China： A case-control study[J]. Dev Neurosci， 2023， 45（1）： 8–18.

[6]"" TENG F Y， TANG B L. Cell autonomous function of Nogo and reticulons： The emerging story at the endoplasmic reticulum[J]. J Cell Physiol， 2008， 216（2）： 303–308.

[7]"" MI Y， GAO X， MA Y， et al. A novel centrosome and microtubules associated subcellular localization of Nogo-A： Implications for neuronal development[J]. Int J Biochem Cell Biol， 2014， 57： 1–6.

[8]"" CASE A M， LAUTZ J D， TON S T， et al. Postnatal neuronal Nogo-A knockdown decreased the message of glutamatergic synaptic proteins[J]. J Physiol Investig， 2024， 67（5）： 249–257.

[9]"" HE R， ZHANG J， YU Y， et al. New insights into interactions of presynaptic calcium channel subtypes and SNARE proteins in neurotransmitter release[J]. Front Mol Neurosci， 2018， 11： 213.

[10] DAVE B P， SHAH K C， SHAH M B， et al. Unveiling the modulation of Nogo receptor in neuroregeneration and plasticity： Novel aspects and future horizon in a new frontier[J]. Biochem Pharmacol， 2023， 210： 115461.

[11] WANG Z， PAN J P， GENG J， et al. Nogo-A drives Alzheimer’s disease progression by inducing tauopathy vulnerability[J]. Aging Dis， 2024， 16（2）： 1199–1215.

[12] EYER G C， DI SANTO S， HEWER E， et al. Co-expression of Nogo-A in dopaminergic neurons of the human substantia nigra pars compacta is reduced in Parkinson’s disease[J]. Cells， 2021， 10（12）： 3368.

[13] ZHAO F， LI J， WANG R， et al. Exendin-4 promotes actin cytoskeleton rearrangement and protects cells from Nogo-A-Δ20 mediated spreading inhibition and growth cone collapse by down-regulating RhoA expression and activation via the PI3K pathway[J]. Biomed Pharmacother， 2019， 109： 135–143.

[14] KALAFATAKIS I， PAPAGIANNI F， THEODORAKIS K， et al. Nogo-A and LINGO-1： Two important targets for remyelination and regeneration[J]. Int J Mol Sci， 2023， 24（5）： 4479.

[15] RUKNUDIN P， NAZARI A R， WIRTH M， et al. Novel function of Nogo-A as negative regulator of endothelial progenitor cell angiogenic activity： Impact in oxygen- induced retinopathy[J]. Int J Mol Sci， 2023， 24（17）： 13185.

[16] WANG G， JACQUET L， KARAMARITI E， et al. Origin and differentiation of vascular smooth muscle cells[J]. J Physiol， 2015， 593（14）： 3013–3030.

[17] MORGADO M， CAIRR?O E， SANTOS-SILVA A J， et al. Cyclic nucleotide-dependent relaxation pathways in vascular smooth muscle[J]. Cell Mol Life Sci， 2012， 69（2）： 247-266.

[18] LV W， JIANG J， XU Y， et al. Re-exploring the inflammation-related core genes and modules in cerebral ischemia[J]. Mol Neurobiol， 2023， 60（6）： 3439–3451.

[19] PANG X M， ZHOU X， SU S Y， et al. Identification of serum biomarkers for ischemic penumbra by iTRAQ-based quantitative proteomics analysis[J]. Proteomics Clin Appl， 2019， 13（5）： e1900009.

[20] RUST R， GR?NNERT L， GANTNER C， et al. Nogo-A targeted therapy promotes vascular repair and functional recovery following stroke[J]. Proc Natl Acad Sci U S A， 2019， 116（28）： 14270–14279.

[21] BOGHDADI A G， SPURRIER J， TEO L， et al. NogoA- expressing astrocytes limit peripheral macrophage infiltration after ischemic brain injury in primates[J]. Nat Commun， 2021， 12（1）： 6906.

[22] PERNET V. Nogo-A in the visual system development and in ocular diseases[J]. Biochim Biophys Acta Mol Basis Dis， 2017， 1863（6）： 1300–1311.

[23] RUST R， HOLM M M， EGGER M， et al. Nogo-A is secreted in extracellular vesicles， occurs in blood and can influence vascular permeability[J]. J Cereb Blood Flow Metab， 2024， 44（6）： 938–954.