羅菲 盧來春 曾勇 趙智亮 祝金香 張綱
[摘要] 目的 探討改性后聚乳酸(PLA)包裹骨形態發生蛋白-2(BMP-2)制備的納米微球緩釋系統對兔下頜骨缺損的修復效果。方法 將PLA進行接枝聚合反應改性后,應用超聲乳化法制備PLA納米微球(PLA-Ns)、BMP-2-PLA
納米微球(BMP-2-PLA-Ns)凝膠。將45只家兔隨機分為3組:空白組、PLA-Ns凝膠組(對照組)、BMP-2-PLA-Ns凝膠組(實驗組),建立骨缺損動物模型,對照組植入PLA-Ns凝膠,實驗組植入BMP-2-PLA-Ns凝膠,空白組不予特
殊處理。術后第1、2、4周處死家兔,截取缺損區頜骨段,進行影像學、蘇木精-伊紅(HE)染色、PCNA免疫組織化學染色觀察。結果 影像學觀察可見:實驗組骨缺損區修復良好,陰影不明顯,修復效果好于對照組和空白組。HE染色觀察可見:實驗組和對照組有大量新生血管和繼發性骨痂形成,實驗組骨痂比例明顯高于對照組和空白組。免疫組織化學觀察可見:第1、2周,實驗組PCNA陽性軟骨細胞多于對照組和空白組;第4周,各組PCNA陽性細胞均罕見,PCNA陽性細胞檢出率低于第1、2周。結論 BMP-2-PLA-Ns緩釋系統能明顯促進下頜骨缺損修復。
[關鍵詞] 聚乳酸; 骨形態發生蛋白; 下頜骨; 骨缺損; 修復
[中圖分類號] R 782.2 [文獻標志碼] A [doi] 10.7518/hxkq.2013.02.010
因腫瘤、外傷等造成的頜骨缺損修復一直是外科醫生的一個難題。目前臨床上所運用的修復方法都有著不同的局限性,探索更好的骨缺損修復方法是研究的熱點。骨形態發生蛋白-2(bone morpho-
genetic protein-2,BMP-2)在體內能夠誘導新骨的
形成,在體外對人骨髓基質細胞有強烈的骨誘導活性,能夠誘導間充質干細胞增殖分化為成骨細胞,并由誘導性骨細胞向確定性骨細胞轉化[1]。研究表
明,BMP-2可以誘導異位骨的形成,并誘導臨界骨缺損骨性愈合[2]。由于細胞因子本身的降解速度快,如果單獨在缺損區局部應用BMP-2等細胞生長因子,體內作用時間短,不能持續地在體內發揮作用,因而需要采用合適的高分子生物材料為載體包裹BMP-2,以達到緩釋效果[3]。聚乳酸(polylactic acid,PLA)由于具有良好的生物相容性和可降解性,被大量用于實驗中作為支架材料。但是好的支架材料不但要滿足一般的生物材料要求,還需要具備良好的細胞親和性。PLA的缺點在于缺乏細胞的活性功能基團,不能很好地使材料和細胞相互作用。
本實驗針對PLA存在的缺陷,對PLA采用接枝聚合的方法進行表面修飾,改善PLA的親水性,增加細胞黏附性。以改性后的PLA作為BMP-2納米微球的緩釋載體,制備BMP-2-PLA納米微球(BMP-2-PLA nanospheres,BMP-2-PLA-Ns)凝膠,以單純性PLA納米微球(PLA nanospheres,PLA-Ns)凝膠為對照,研究BMP-2-PLA-Ns緩釋系統對頜骨缺損的修復效果,為臨床應用打下基礎。
1 材料和方法
1.1 主要材料和設備
PLA(濟南岱罡生物有限科技公司),重組人BMP-2蛋白(北京義翹神州生物技術有限公司),泊洛沙
姆407(第三軍醫大學大坪醫院藥劑科贈送),PCNA
marker(Abcam公司,英國),超聲破碎儀(寧波新芝科學儀器研究所)。
1.2 PLA-Ns凝膠、BMP-2-PLA-Ns凝膠的制備
將PLA進行接枝聚合反應改性后,應用超聲乳化法制備PLA-Ns、BMP-2-PLA-Ns凝膠。具體制備方法如下。1)PLA改性:PLA置于低溫等離子接枝聚合儀反應腔中,等離子處理后通過氣相法進行接枝聚合反應改性,將乙烯基吡咯烷酮與PLA接觸不同時間進行氣相接枝聚合。2)PLA-Ns、BMP-2-PLA-Ns凝膠的制備:將改性后的PLA或者改性后的PLA及BMP-2超聲乳化溶于乙酸乙酯溶液中,超聲波細胞破碎儀進行超聲破碎,形成O/W初乳。吐溫80混勻成水相,超聲破碎,形成W/O/W復乳溶液。將復乳溶液置于旋轉蒸發儀上蒸發,濾膜過濾溶液,得到納米微球溶液。稱取泊洛沙姆在蒸餾水中溶解,配成40%溶液,溶脹,冰浴,在室溫下成凝膠狀,1∶1比例分別加入制備好的PLA-Ns、BMP-2-PLA-Ns微球溶液,配成凝膠,加蒸餾水攪拌成凝性。
1.3 建立動物模型和標本處理
選取45只健康家兔(第三軍醫大學新橋醫院實驗動物中心提供),雌雄不限,體重(2.0±0.2) kg。將
45只家兔完全隨機分為3組:空白組、PLA-Ns凝膠組(對照組)、BMP-2-PLA-Ns凝膠組(實驗組),每組各15只。建立骨缺損動物模型(圖1):麻醉成功后,常規消毒,鋪巾,無菌操作下制備0.5 cm×0.5 cm大小的骨缺損區。根據分組,對照組植入PLA-Ns凝膠,實驗組植入BMP-2-PLA-Ns凝膠,空白組不予特殊處理,沖洗縫合。術后第1、2、4周采用空氣栓塞法將每組家兔各處死5只,截取缺損區頜骨段,浸泡于10%甲醛溶液中4 ℃固定24 h。
1.4 影像學觀察
對缺損區頜骨段進行影像學觀察,拍攝側位片。
1.5 蘇木精-伊紅(hematine eosin,HE)染色和免疫
組織化學染色觀察
對缺損區頜骨段標本進行常規HE染色和免疫組織化學染色,光鏡下進行組織學觀察。免疫組織化學染色:常規制作標本,石蠟包埋切片,脫蠟,緩沖液洗,滴加一抗PCNA marker和酶標二抗HRP Po-lymer,復染,脫水,透明,封片,光鏡下觀察。
2 結果
2.1 影像學觀察
影像學觀察可見:第1周,頜骨缺損區處于水腫期,愈合不明顯;第2周,缺損區開始愈合,空白組缺損區陰影明顯大于實驗組和對照組;第4周,空白組骨缺損區陰影仍然較大,未見明顯新生骨形成;對照組骨缺損區陰影縮小,缺損區周圍有新骨形成;實驗組骨缺損區修復良好,陰影已不明顯(圖2)。實驗組對缺損區的修復效果好于對照組和空白組。
2.2 HE染色觀察
HE染色觀察可見:第1周,缺損區肉芽組織中有炎癥細胞和成纖維細胞,實驗組可見新生骨小梁;第2周,骨小梁變粗大、致密,有較多的編織骨形成,對照組和實驗組的編織骨多于空白組;第4周,實驗組和對照組的編織骨進一步增多,成熟,可見大量新生血管和繼發性骨痂形成,實驗組骨痂比例明顯高于對照組和空白組(圖3)。
2.3 免疫組織化學觀察
免疫組織化學觀察可見:第1周,PCNA陽性細胞分布于整個骨痂組織,包括纖維骨痂中的成纖維細胞和軟骨痂中各區的軟骨細胞,其中以靜息區和增殖區軟骨細胞陽性表達最強,實驗組多于對照組和空白組;第2周,PCNA陽性軟骨細胞主要分布于靜息區和增殖區,實驗組多于對照組和空白組;第4周,各組PCNA陽性細胞均罕見,PCNA陽性細胞檢出率低于第1、2周,主要見于靜息區少數軟骨細胞和部分增殖區軟骨細胞(圖4)。
3 討論
組織工程化骨構建是解決骨缺損修復難題的主要方向,但目前有很多問題尚未解決。采用外源性細胞因子誘導新骨的形成來替代移植是一種有效的方法,也取得了一定的進展。
3.1 細胞生長因子和支架載體技術的選擇
關于細胞生長因子加快骨缺損修復速度的研究中,BMP-2是應用最多的一種生長因子,且其效果也最好。Urist等[4]報道BMP/磷酸三鈣植入肌肉內其
誘導的新骨量比單用BMP大12倍,表明BMP借助載體緩慢釋放,不斷作用于靶細胞,誘導形成新骨。雖然有動物研究證實,經肌肉給予BMP誘導新骨形成是可行的,但是這種治療有潛在的風險,如細胞因子持續高濃度表達有可能引發細胞分裂失控,機體組織有惡變的危險[5]。Wijdicks等[6]將BMP-2經皮注射促進骨缺損修復,同樣發現BMP有明顯成骨作用。目前研究的熱點是將BMP-2與載體復合,組成釋放系統來促進骨缺損修復。Young等[7]采用納米微球技術使載體和BMP-2復合,將BMP-2-PLA-Ns制備成凝膠研究,用于促進骨缺損修復的愈合。
制備納米微球的包裹載體材料,不但要具有良好的生物降解性及相容性,還要具有很好的載藥能力。通過載體材料在體內的降解,實現納米微球的緩釋作用。制備納米微球的包裹材料目前最常用的有PLA和殼聚糖等。本研究采用接枝聚合的方法改進PLA存在親水性和細胞黏附性的缺陷[8],運用超聲乳化法制備PLA-Ns凝膠和BMP-2-PLA-Ns凝膠。
3.2 BMP-2-PLA-Ns凝膠的優點
PLA作為BMP-2的包裹載體,植入到缺損區內,通過細胞生長因子的緩釋作用,達到細胞生長因子在缺損區持續以零級速度釋放,在體內刺激成骨細胞增殖、分化,促進缺損區新骨的形成,同時其降解周期與新骨形成基本同步[9]。本研究表明:BMP-2
的緩釋能夠很好地誘導間充質細胞分化為成骨細胞,從而有效地促進新骨形成。將改性的PLA作為支架材料,制備成BMP-2-PLA-Ns凝膠,可以加速新骨的形成,促進頜骨缺損區愈合,在成骨方面有一定的優越性。影像學觀察可見,實驗組促進骨愈合以及新骨形成的效果最佳。免疫組織化學染色研究結果提示,在第1、2周實驗組PCNA陽性細胞要優于對照組和空白組,但4周時各組PCNA陽性細胞均罕見,這可能是由于增殖細胞數量滿足骨折修復需要后,分化就成為細胞的主要活動。
本研究表明:BMP-2-PLA-Ns緩釋凝膠可以加速兔下頜骨缺損區的新骨形成,促進愈合,但今后還需要進一步解決微球釋放與骨缺損修復的同步問題,以及PLA降解產物為酸性對組織愈合的影響等。
[參考文獻]
[1] Miyazono K, Kamiya Y, Morikawa M. Bone morphogenetic protein
receptors and signal transduction[J]. J Biochem, 2010, 147(1):
35-51.
[2] Li R, Stewart DJ, von Schroeder HP, et al. Effect of cell-based
VEGF gene therapy on healing of a segmental bone defect[J]. J
Orthop Res, 2009, 27(1):8-14.
[3] Kumar S, Wan C, Ramaswamy G, et al. Mesenchymal stem cells
expressing osteogenic and angiogenic factors synergistically en-
hance bone formation in a mouse model of segmental bone defect
[J]. Mol Ther, 2010, 18(5):1026-1034.
[4] Urist MR, Lietze A, Dawson E. Beta-tricalcium phosphate deli-
very system for bone morphogenetic protein[J]. Clin Orthop Relat
Res, 1984(187):277-280.
[5] Guo HF, Shao HY, Yang ZY, et al. Substituted benzothiophene
or benzofuran derivatives as a novel class of bone morphogenetic
protein-2 up-regulators: Synthesis, structure-activity relationships,
and preventive bone loss efficacies in senescence accelerated mice
(SAMP6) and ovariectomized rats[J]. J Med Chem, 2010, 53(4):
1819-1829.
[6] Wijdicks CA, Virdi AS, Sena K, et al. Ultrasound enhances re-
combinant human BMP-2 induced ectopic bone formation in a rat
model[J]. Ultrasound Med Biol, 2009, 35(10):1629-1637.
[7] Young S, Patel ZS, Kretlow JD, et al. Dose effect of dual deli-
very of vascular endothelial growth factor and bone morphogenetic
protein-2 on bone regeneration in a rat critical-size defect model
[J]. Tissue Eng Part A, 2009, 15(9):2347-2362.
[8] Rasal RM, Janorkar AV, Hirt DE. Poly(lactic acid) modifications
[J]. Prog Polym Sci, 2010, 35(3):338-356.
[9] Wang L, Huang Y, Pan K, et al. Osteogenic responses to different
concentrations/ratios of BMP-2 and bFGF in bone formation[J]. Ann
Biomed Eng, 2010, 38(1):77-87.
(本文編輯 李彩)